Enero-Junio, 2021 . Vol. 5 No. 1

por Dr. Gustavo Ponce
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A Los Lectores:

Estimados lectores bienvenidos a la edición número uno del año  2021, de la revista de divulgación Artrópodos y Salud, agradeciendo el interés por la lectura de este número. Esta publicación será publicada semestralmente, en la cual les presentamos una serie de información sobre tópicos relacionados con los artrópodos y su efecto en la salud, humana, animal y vegetal.

En nuestra sección Editorial la pediculosis capitis Por. Dr. Gustavo Ponce, tema abordado de manera general.

En la sección de monografías, se habla del epidemiólogo Adolfo Lutz, sus obras y legado.

En la revisión, Actividad larvicida de aceites esenciales para el control de Musca doméstica L. (Díptera, Muscidae), nos da un información relacionada  ala efectividad de un aceite esencial y su efectividad para el control de larvas de mosca domestica, así también se abordan otros temas como es el control de Aedes aegypti con insecticidas domésticos en aerosol, genómica de insectos y la interacciones vector-pátogeno en las enfermedades trasmitidas por garrapatas.

Los invitamos de la manera más atenta a que disfrute del contenido de esta publicación, cuyo objetivo es divulgar conocimiento dentro del apasionante tema de los Artrópodos y su efecto en la Salud en general.

COMITÉ EDITORIAL.

Adolfo Lutz

Adolfo Lutz

Adolfo Lutz (1855-1940) nació en Río de Janeiro el 18 de diciembre de 1855. fue un médiMonoco brasileño, un especialista en medicina tropical, considerado como el padre la medicina tropical de su país. Fue el primer latinoamericano en identificar.

Adolfo Lutz estudió medicina en la Universidad de Berna, completando el curso en 1879. Cursos especializados en varias universidades importantes de Europa, como Londres, París y Viena. De 1890 a 1893 trabajó en Hawái como especialista en lepra. En ese momento se hizo cargo del Hospital Kalihi en la isla de Molocai.

Lutz fue el primer científico latinoamericano en estudiar y confirmar los mecanismos de transmisión de la fiebre amarilla por Aedes aegypti (L). Lutz fue el responsable de la identificación de la blastomicosis sudamericana. Su dedicación a la salud pública hizo que luchase e investigara sobra varias epidemias de diversas regiones de Brasil, como el cólera, peste bubónica, fiebre tifoidea, malaria, anquilostomiasis, esquistomiasis y leishmaniasis. Otras de sus mayores realizaciones fueron sus investigaciones pioneras en entomología médica, así como sobre las propiedades terapéuticas de plantas brasileñas. Como zoólogo, describió varias especies de anfibios e insectos, como el Anopheles lutzii.

En Brasil, trabajó como médico en la ciudad de Sao Paulo Limeira. En Sao Paulo, dirigió el Instituto Bacteriológico, ahora el Instituto Adolfo Lutz en su honor. Permaneció en el cargo hasta 1908.

Invitado por Osvaldo Cruz, trabajó durante 32 años a la cabeza de uno de los sectores del Instituto de Manguinhos, en Río de Janeiro. Participó en expediciones por la región del Río San Francisco y el noreste y el sur del país para investigar enfermedades tropicales.

Lutz murió en Río de Janeiro, el 6 de octubre, 1940.

Pediculosis capitis: Origen.

Se remonta a tiempos memorables, se reporta que piojos de la cabeza y huevos fueron encontrados en el cabello de momias egipcias. En Egipto peines reales de los tiempos faraónicos fueron utilizados para sacar piojos de la cabeza. La presencia de este tipo de parásitos se demostró por piojos y huevos encontrados en 12 de 24 peines recuperados de excavaciones arqueológicas en los desiertos israelitas de Judea y Negev. Peines para piojos similares a los que se usan actualmente se conocen desde por lo menos, los últimos 3,500 años siendo herramientas  efectivas para controlarlos. Se han recuperado huevos de piojos de la cabeza de un individuo que vivió hace 9,000 años en la cueva Nahal Hemar, cerca del Mar Muerto, asimismo se encontraron un gran número de piojos en una momia femenina correspondiente al período Loulan, fechada alrededor de 3,800 a.C. En este último caso los huevos de piojos fueron encontrados en la piel cabelluda, pestañas, cejas y pubis. Con una fecha aproximada a los 4,000 años de antigüedad, se han examinado muestras de cabello de cuerpos humanos momificados que fueron excavados en el sitio arqueológico de Camarones en la costa árida del norte de Chile donde se detectó la presencia de piojos de la cabeza y sus huevos, estas evidencias nos pueden testificar que son los piojos más antiguos del Nuevo Mundo, correspondiendo a una etapa final del largo desarrollo de las culturas que se establecieron en las tierras altas del área Centro Sur de los Andes cuyos inicios pudieran remontarse alrededor de ocho mil años de antigüedad.

La especie de piojo Pediculus. humanus capitis (De Geer) es originaria del Viejo Mundo, y probablemente fue introducida a América por oleadas paleoindianas (Mercado et al. 2006). Registros arqueológicos dan una amplia evidencia de la presencia del piojo de cabeza en América precolombina. Varias referencias a piojos han sido encontradas en fuentes literarias coloniales. Por ejemplo, una referencia del Popol Vuh, un texto maya escrito en letras latinas durante el período colonial pero basado en un modelo precolombino, nos permite inferir la presencia de piojos dentro de dicha cultura, en tiempos tempranos. También piojos de cabeza son mencionados entre los aztecas de México Central especialmente en el Códice Florentino, en el Libro 10, en una lista descriptiva sobre cualidades y condiciones del cabello se encuentran adjetivos en lengua Náhuatl como atenio (piojo), acillo y acello (lleno de huevos).

Heriberto Miguel Villegas Ramírez, Sergio Arturo Galindo Rodríguez, Adriana Elizabeth Flores, Gustavo Ponce García,  Suárez, Olga Karina Villanueva Segura, Rocío Álvarez Román.
Universidad Autónoma de Nuevo León (UANL), Facultad de Ciencias Biológicas. Av. Universidad s/n Cd. Universitaria, San Nicolás de los Garza, N.L. 66455 México.

ABSTRACT

Musca doméstica is one of the insects closely associated with human populations. Flies feed on and reproduce in decaying matter, from human waste and food, and are therefore considered mechanical vectors of pathogens such as bacteria, protozoa and viruses, Recent laboratory analyzes and observations have shown that Mdoméstica can contain more than 100 infectious agents for man and animals. It is a pest of economic importance in cattle ranches, infecting livestock products and transmitting a variety of pathogens to animals, also producing additional problems for livestock farmers by invading residential areas adjacent to livestock farms. With the need to find a new natural alternative for the control of insect pests and to replace synthetic pesticides, the botanical insecticides arise, providing safety for the environment and an efficient agronomic option. In the present work, the larvicidal activity of 6 essential oils of the species Schinus molleEucalyptus globulusRosmarinus officinalisThymus vulgarisLavandula sp. and Poliomintha longiflora, using a wheat bran petri dish model to determine their potential use as botanical biological agents in the control of M. doméstica. Then, by means of the provit IRMA v.2 program, the  was determined, the results indicated that E. globulus obtained a  of 1160 ppm, S. molle (Leaf) obtained 1232 ppm, where the lowest lethal concentration was observed. So, P. longiflora, S. molle (Fruit) and R. officinalis showed a  of 1251 ppm, 1276 ppm and 1444 ppm, respectively. Finally, for Lavandula sp. and T. vulgaris the  of 1935 ppm and 2865 ppm respectively. In conclusion, the larvicidal activity of each essential oil on larvae was evaluated by was determined, where it was observed that they did not exceed the limit established by The German Technical Cooperation Agency (GTZ), which mentions that the maximum concentration is 5000 ppm and the product is considered as effective within the biological control parameter for the control of various pests.

Key words: Musca doméstica, essential oils,

INTRODUCCIÓN

Musca doméstica, es uno de los insectos contaminantes más comunes en los asentamientos humanos y se ha asociado como vector de diversos patógenos alimentarios. M. doméstica se reproduce en materia vegetal podrida o heces de animales, donde adquieren y transmiten patógenos a los alimentos, causando el deterioro de los mismos y la transmisión de enfermedades. En una estimación conservadora, M. doméstica está asociada con la vectorización de más de 100 agentes etiológicos de enfermedades bacterianas, protozoarias y víricas (1).

Debido a sus hábitos alimenticios y a su capacidad de desplazamiento, las moscas favorecen el transporte mecánico de agentes patógenos responsables de fiebre tifoidea, disentería, mastitis y queratoconjuntivitis en el ganado. La forma de transporte de éstos, y otros muchos patógenos, se realiza físicamente gracias a las vellosidades del cuerpo, almohadillas de las patas y en el interior de su aparato digestivo (2).

Dada a la restricción del uso de fumigantes comunes y la resistencia que han desarrollado contra éstos, ha crecido la necesidad de crear nuevas alternativas para controlar las pestes de insectos. Estas incluyen los polvos de hierbas secas, extractos de plantas y sus aceites esenciales, los cuales han mostrado efectos fumigantes ante dichas plagas (3).

Los aceites esenciales son considerados como un recurso natural para la obtención de nuevos insecticidas, ya que su naturaleza lipofílica facilita la interferencia de procesos metabólicos, fisiológicos y comportamentales esenciales para los insectos (4).

Con la finalidad de encontrar nuevas alternativas para el control de insectos plaga, sea en este caso M. doméstica, se desarrolla en el presente trabajo un control natural, el cual se evalúa aceites esenciales, 6 plantas (Schinus molleEucalyptus globulusRosmarinus oficinalesThymus vulgarisLavandula sp. y Poliomintha longiflora), como un potencial larvicida.

MÉTODOS

Obtención de aceites esenciales

Hidrodestilación

En la destilación por arrastre de vapor de agua intervienen 2 líquidos: el agua y la sustancia que se destila. Estos líquidos no suelen ser miscibles en todas las proporciones, es decir, los 2 líquidos son totalmente insolubles el uno en el otro, por lo tanto, la tensión de vapor de cada uno de ellos no estaría afectada por la presencia del otro.

Se utilizó un destilador tipo clevenger (Figura 1), donde la materia prima vegetal recién colectada (Hojas), es primeramente cortada en pequeños trozos y se pesaron 200 g de hoja, se introducen en un matraz bola con 1200 ml de agua, se calienta a una temperatura de 95°C y se mantiene la temperatura por 4 horas.

Destilador Clevenger
Figura 1. Destilador Clevenger.

La mezcla de vapor saturado y aceite esencial, fluye hacia un condensador que está a una temperatura de 2°C, mediante un cuello de cisne, donde la mezcla de agua-aceite es condensada y enfriada. El producto es una fase orgánica liquida amarillenta. Después de obtener el aceite esencial se pasa a un frasco ámbar y se mantiene en un congelador a una temperatura de -10 °C.

Cría de M. doméstica.

Para la obtención de M. doméstica en el laboratorio, con fines experimentales, se hizo una colecta de los individuos adultos. La colecta se realiza en un rancho ganadero en Escobedo, Nuevo León, las coordenadas fueron 25°48´39´´N 100°18´40´´O. Se utilizó la red entomológica, con la que tomaron las muestras en las superficies de las heces fecales del ganado vacuno, donde las moscas se encontraban en reposo o alimentándose.

Los ejemplares colectados, se colocaron en cajas de 27 cm X 27 cm, junto con una etiqueta (fecha, lugar y hora de colecta). Las condiciones de cría se basaron en el protocolo establecido por G. Martiradonna et al. (2009), realizando modificaciones en las condiciones y el alimento.

Las moscas se criaron a una temperatura entre los 28 – 30 °C y una humedad relativa de 70 – 80 % para que así completen el ciclo. Cabe mencionar que antes de iniciar la colonización, se debió identificar el ejemplar con las claves de Dípteros disponibles (Claudio Salas F. y Patricia Larraín S, Guía para el reconocimiento de dípteros de importancia pecuaria).

Se colocó el alimento en un plato hondo, donde se hizo la mezcla de 80 g salvado, previamente esterilizado junto con los 10 g levadura, más los 200 ml de agua a una temperatura de 25°C. (Tabla 1).

Tabla 1. Composición del alimento para cría de M. doméstica.

MaterialCantidad
Salvado de trigo80 g
Levadura10 g
Agua200 ml
Leche10 ml

El alimento descrito fue tanto para adultos como para larvas. Se tomó un vaso de plástico y se recortó a la mitad. Se añadió algodón hasta cubrir la superficie del vaso, donde se agregó 10 ml de leche.

Preparación de Emulsión

La formulación de la emulsión (Figura 2) se lleva a cabo utilizando 12 ml de tween al 1% (p/v) y se adiciona volúmenes variables del aceite esencial para obtener concentraciones finales en las emulsiones individuales de 250, 500, 1000, 1500, 2000, 2500 y 3000 ppm. La incorporación del aceite para formar la emulsión se hizo homogenizador a 6000 rpm durante 3 min.

Emulsión
Figura 2. Emulsión

Bioensayo

Se realiza en base al bioensayo de Kumar et al. (2012) con una modificación mediante la manera de aplicación de aceite esencial, donde se utiliza salvado de trigo como cebo en cajas Petri de 60×15 mm, se agrega los mililitros necesarios de emulsión, donde se mezcla y se agrega 10 larvas de segundo estadio. Los ensayos incluyeron 6 repeticiones para tener un total de 60 larvas junto a un control libre de aceite, pero con la cantidad equivalente de tween 80 el criterio de mortalidad se tomó a 24 y 48 h, considerando que el color marrón obscuro se tomó como larvas no vivas (Figura 3). Se realizó pruebas a 250, 500, 1000, 1500, 2000, 2500 y 3000 ppm.

Bioensayo: A) Cebo, B) Cebo con emulsión de aceite esencial adicionado y emulsión y C) Larvas muertas después del ensayo.
Figura 3. Bioensayo: A) Cebo, B) Cebo con emulsión de aceite esencial adicionado y emulsión y C) Larvas muertas después del ensayo.

Los resultados en los ensayos obtenidos se analizaron mediante el programa IRMA v .02 (Figura 4), para la determinación de  de cada uno de los aceites esenciales.

Para el desarrollo de los ensayos, se emplearon larvas 2do estadío. En la tabla se puede observar la cantidad de expuestos y la cantidad de muertos durante el ensayo, la mortalidad fue registrada a las 48 h de exposición.

En la Tabla 3 se observan los resultados obtenidos de la  de los 6 aceites esenciales analizados, estos resultados fueron obtenidos empleado el programa IRMA V.02.

Programa IRMA v. 02 para obtener la CL50
Figura 4. Programa IRMA v. 02 para obtener la CL50

RESULTADOS

En la tabla 2 se observan las diferentes concentraciones que se utilizan para determinar la  de los aceites esenciales.

Con E. globulus se determinó una = 1160 ppm la cual se reporto fue la menor de todas las plantas utilizadas, con S. molle (hoja) se reportó una = 1232 ppm,

Tabla 2. Total de larvas expuestas a las diferentes concentraciones utilizadas para determinar la CL50 en larvas de 2do estadio de M. doméstica.

Concentración (ppm)
Planta25050010001500200025003000
S. molle  (Fruto)4/609/5535/5728/6035/6037/6052/56
S. molle (Hoja)3/6016/5233/5825/6032/5638/6048/49
E. globulus4/6017/5536/5932/6031/5635/6051/57
P. longifora6/604/5937/5937/5929/5628/6050/55
T. vulgare3/609/6028/5626/5623/6027/6023/57
Lavandula5/6012/6019/5818/6031/5933/5939/55
R. officinalis5/6016/6025/5621/6033/5834/6053/58

seguido de P. longifora con una CL_50= 1251 ppm, así también S. molle (fruto)  se obtuvo una CL_50= 1276 ppm, R. officinalis obtuvo una CL_50= 1444 ppm, para Lavándula sp y T. vulgare se determinaron una CL_50= 1935 ppm y 2865 ppm siendo las concentraciones más elevadas.

La  de S. molle hoja y fruto fueron de 1232 y 1276 ppm, donde se puede decir que son similares, Urzua et al. (2011) realizarón un ensayo por contacto con S. latifolius en M. doméstica, donde obtuvo una = 31.98 mg/ .

Tabla 3. Concentración letal media (ppm) de los aceites esenciales   analizados con el programa IRMA V.02

Especie vegetalE. globulusS. molle HojaS. molle FrutoP. longiforaR. officinalisLavandula sp.T. vulgare
CL501160123212761251144419352865
Límite Inferior969104610961076121915901998
Límite Superior1390145014851454171023554108

 

DISCUSIÓN

Determinación de CL_50 por el modelo de caja petri con salvado (cebo). La larva de M. doméstica vive en las zonas profundas del estiércol alejándose de la luz y alimentándose de líquidos provenientes de la materia orgánica en descomposición del medio, Debido a los hábitos alimenticios, el presente trabajo se implementó un sustituto de las heces por una mezcla de salvado más la sustancia ensayada, el cebo permite analizar la efectividad larvicida de los aceites esenciales.

Se evaluaron el efecto larvicida por de los aceites esenciales medio de la determinación de la , cuyos valores se presentan en la Tabla 3. E. globulus presento una = 1160 ppm, P. Kumar et al. (2012) realizaron un ensayo por aplicación tópica, donde la = 2.73µl/  y un ensayo por fumigación determinando la  = 66.1 µl/l, donde menciona que tuvo mejor efecto por medio de fumigación debido a los vapores del aceite que contienen 1,8 cineol.

En reportes se hace mención a la actividad debido a los diferentes compuestos en la planta.

Poliomintha longifora obtuvo una = 1251 ppm. M. Govindarajan et al. (2015) realizaron ensayos contra An. stephensi, An. subpictus, Cx. quinquefasciatus y Cx. Tritaeniorhynchus, determinando las  las cuales fueron 67.00, 74.14, 80.35 and 84.93 μg/ml, los autores atribuyeron a los compuestos de la planta el efecto insecticida sobre los mosquitos.

Pavela. (2008) realizó ensayos con larvas y adultos de M. doméstica, donde se hace por contacto (tópica) la aplicación del aceite, también hace una diferencia entre machos y hembras en estadio adulto, obteniendo una = 55.8 µg/mosca en hembras adulto y una = 83.5 µg/mosca. En el presente trabajo se obtuvo una =2865 ppm, la Tabla 3 se observa que se tiene una concentración alta en el ensayo realizado.

Chintalchere et al. (2013) realizaron un estudio contra M. doméstica por medio de contacto en el cual determina la    en estadio larvario la cual fue de 4.39μg/ . Bosly, A. Hanan. (2013) determino por un ensayo por contacto, mediante el ensayo de cajas petri, la  es de 225 ppm, en el ensayo realizado se obtuvo una  de 1935 ppm, donde a comparación de los demás aceites la concentración fue la segunda más alta.

Rosmarinus officinalis se ha reportado para el control de diferentes organismos ya mencionados, la  es de 1414 ppm en el presente estudio, I. Zibaee et al. (2015) realizaron un ensayo contra M. doméstica, el cual obtuvo una = 10.89 ppm por medio de un cebo en el que se mezcló con el aceite para así determinar la toxicidad del aceite.

REFERENCIAS

Kumar, P., Mishra, S., Malik, A., Satya, S., 2012. Análisis de composición de actividad insecticida del aceite esencial de Eucalyptus globulus (familia: Myrtaceae) contra mosca doméstica (Musca domestica). Acta Trop. 122, 212 – 218.

Moissant, E. Tkachuk, O. y Roma R. 2004. Detección de agentes bacterianos en adultos de Musca domestica (Diptera: Muscidae) recolectadas en Maracat, Estado de Aragua, Venezuela. Entomotropica 19 (3): 161 – 64p.

Pascual-Villalobos, M.J. y Del Estal, P., 2003: Plagas de almacén del arroz y enemigos naturales en Calasparra (Murcia). III Congreso Nacional de Entomología Aplicada, IX Jornadas Científicas de la SEEA, Ávila 20-24 noviembre 2003.

Prajapati V, Tripathi AK, Aggarwal KK, Khanuja SPS. 2005. Insecticida, repelente y disuasor de oviposición, Actividad de aceites esenciales seleccionados contra Anopheles Stephensi, Aedes aegypti y Culex quinquefasciatus. Bioresour Technol 100: 2284 – 2228.

Martiradonna G,  Soto  A,  González  J.  Protocolo  de  cría  de Musca  domestica  en  laboratorio.  Bol  Mal  Salud  Amb.  2009;49(2):317-319.

Pascual-Villalobos, M.J. y Del Estal, P., 2003: Plagas de almacén del arroz y enemigos naturales en Calasparra (Murcia). III Congreso Nacional de Entomología Aplicada, IX Jornadas Científicas de la SEEA, Ávila 20-24 noviembre 2003

Ochipinti, G. M., Vivas, A. S., & González, J. Protocolo de cria de Musca doméstica en laboratorio. Ann. Entom. Soc. America61, 456-459.

Alejandro Urzúa, Dania Di Cosmo, Javier Echeverría, Rocío Santander, Sara M. Palacios, Yanina Rossi. 2011 efecto Insecticida del Aceite Esencial de Schinus latifolius en la Mosca doméstica, Musca domestica L. Planta Bol Latinoam Caribe Aromat 10 (5): 470 – 475.

Marimuthu Govindarajan, Mohan Rajeswary, S.L. Hoti, Giovanni Benelli,2015, Larvicidal potential of carvacrol and terpinen-4-ol from the essential oil of Origanum vulgare (Lamiaceae) against Anopheles stephensi, Anopheles subpictus, Culex quinquefasciatus and Culex tritaeniorhynchus (Diptera: Culicidae), Research in Veterinary Science 104 (2016) 77–82.

Pavela, R. (2008). Propiedades insecticidas de varios aceites esenciales a la mosca doméstica (Musca domestica L.). Fitoterapia Res. 22: 274 – 278.

J.M. Chintalchere, S. Lakare y R.S. Pandit, (2013) Bioeficacia de los aceites esenciales esenciales de Thymus vulgaris y Eugenua caryophyllus contra M. domestica L.

Idin Zibaee, Pooyabahari Khorram, (2015), efecto sinérgico de algunos aceites esenciales sobre la toxicidad y los efectos de desmontaje, contra mosquitos, cucarachas y moscas domésticas.

Bosly, A. Hanan,2013, Evaluación de las actividades insecticidas de los aceites esenciales de Mentha piperita y Lavandula angustifolia contra mosca doméstica, Musca domestica L. (Diptera: Muscidae) Vol. 5(4), pp. 50-54.

Dzib-Florez S1., G. Ponce-García2, L. Gray3, Vázquez-Procopec3, A. Medina-Barreiro1, D. Chan-Espinoza1, G.1 G. González-Olvera y P. Manrique-Saide1.
1Unidad Colaborativa para Bioensayos Entomológicos, Departamento de Zoología, Campus de Ciencias Biológicas y Agropecuarias, Universidad Autónoma de Yucatán, Km. 15.5 Carr. Mérida-Xmatkuil s.n., Mérida, Yucatán, C.P. 97315, México.
Laboratorio de Entomología Médica, Facultad de Ciencias Biológicas, Universidad Autónoma de Nuevo León, Monterrey, México.
3Department of Environmental Sciences, Emory University. Atlanta, GA, 30322, USA.

INTRODUCCIÓN

El mosquito Aedes aegypti es el vector principal de las enfermedades del Dengue, Zika y Chikungunya, en el continente Americano, y que se transmiten a los seres humanos por la picadura de las hembras de este mosquito, infectados con cualquiera de éstos tres virus (1,2).

Dengue. El dengue, con aproximadamente 390 millones de infecciones ocurridas cada año, y casi la mitad de la población mundial expuesta a la infección por este virus, es la enfermedad arboviral más común transmitida por mosquitos en la actualidad, que afecta a 128 países en todo el mundo (3, 4). En América, se han reportado más de 1.7 millones de casos de fiebre de dengue con 50,000 casos clínicos severos y 1,185 muertes reportadas hasta el año 2010, con incidencias de alrededor de 200 casos por cada 100,000 habitantes en varios países de Latino América y de la región del caribe (5). El virus tiene cuatro variedades (también llamadas serotipos): DEN-1, DEN-2, DEN-3 y DEN-4. La infección con cualquiera de ellos provoca el llamado dengue clásico. Cuando una persona que sufrió dengue es infectada por otro serotipo diferente, pueden producirse las formas graves: el Dengue Hemorrágico (DH) y el Síndrome de Choque por Dengue (SCHD), mortales entre 10 y 40% de los casos. (6).

La fiebre ChikungunyaEs una enfermedad vírica transmitida al ser humano por mosquitos. Se describió por primera vez durante un brote ocurrido en el sur de Tanzania en 1952. “Chikungunya” es una voz del idioma Kimakonde que significa “doblarse”, en alusión al aspecto encorvado de los pacientes debido a los dolores articulares. (7). La presencia del virus en la región de las Américas se identificó por primera vez en diciembre de 2013. Desde entonces se ha diseminado rápidamente a las islas del Caribe, República Dominicana, Haití, Puerto Rico, Guyana y El Salvador; áreas de donde varios países reportaron casos importados. En México se confirmó el primer caso en 2014 de una paciente con CHIKF en Jalisco, importado por asistir a un evento deportivo en el Caribe. Actualmente, a la semana epidemiológica 44, del año 2018 de CHIKF; y para el mes de noviembre de 2018, se han reportado 48 casos confirmados en 11 estados en la semana 44 (8). Los signos de alarma son la aparición súbita de fiebre, acompañada de fuertes dolores articulares debilitantes. Otros síntomas frecuentes son: dolores de cabeza, inflamación de las articulaciones, náuseas, cansancio y sarpullido.

El virus del ZikaEl Zika es un virus transmitido por mosquitos que se identificado por vez primera en Uganda (África), en 1947. Se transmite a través de mosquitos infectados del género Aedes, y sobre todo de Ae. aegypti en las regiones tropicales. Los síntomas son: sarpullido, fiebre leve, conjuntivitis y dolores musculares. En México durante el mes de noviembre del 2015 se identificaron dos casos autóctonos de infección por virus zika, el primero en Monterrey y el segundo en Chiapas, ambos caracterizados por fiebre, exantema y conjuntivitis no purulenta. Ninguno de estos pacientes tuvo antecedentes de viaje a zonas con transmisión ni contacto con casos confirmados a virus Zika. ( 9, 10, 11). Hasta la semana 44 de 2018, se han registrado 540 casos confirmados en 29 estados (8).

Zika Mapa 1
Zika Mapa 2

Antecedentes

Prevención y control

El control de las enfermedades antes mencionadas, se basa en el conocimiento de la biología y del comportamiento de Ae. aegypti. Igual de importante es conocer el entorno en el que comúnmente se produce la transmisión de los virus que transmite. En muchas partes del continente americano, Ae. aegypti es un vector endofágico (se alimenta dentro de las viviendas) y endofílico (se alimenta, descansa y si se le da la oportunidad, también pondrá huevos dentro de la casa). Mientras las vacunas contra el dengue, chikungunya y zika siguen sin estar disponibles comercialmente, el control el control del vector de estas enfermedades se considera la única estrategia para prevenir y contrarrestar la transmisión de estos virus. En varios países incluyendo México, los programas de control de vectores responden a la identificación de casos de enfermedad con la reducción criaderos de los estadios inmaduros (larvas, y pupas) y el saneamiento ambiental con la participación de la comunidad (12) y con rociados espaciales de insecticidas para atacar  a los  mosquitos adultos (13). Desafortunadamente, en la sociedad actual los desechos que sirven como sitios de crianza y reproducción para Ae. aegypti, están en todas partes y se acumulan rápidamente aun después de las campañas de limpieza (descacharrización) (14).

Protección personal contra Aeaegypti.

En varios estudios llevados a cabo en l Ciudad de Mérida, se ha demostrado que Aeaegypti está íntimamente asociado con los humanos en ambientes interiores (que es donde pasa la mayor parte de su tiempo de vida) y una estrategia de control más eficiente sería desarrollar y mejorar las intervenciones basadas en uso de insecticidas que eviten que el vector entre y/o  lo ataque en el punto de contacto epidemiológicamente más importante para la transmisión de enfermedades-la vivienda-. La prevención de la alimentación de Aeaegypti dentro de las viviendas, no es solo importante para detener la transmisión de algún virus de mosquitos infectados a humanos susceptibles, sino también para evitar que se alimente un mosquito no infectado se alimente de una persona infectada-se infecte el mismo- y, posteriormente pueda transmitir el virus a otras personas susceptibles. Por lo anterior expuesto, es importante aportar herramientas adicionales de control con enfoques más específicos, para incluir otros puntos de contacto epidemiológicamente significativos para las personas además de las viviendas y que son otros entornos interiores de uso frecuente: escuelas o lugares de trabajo (15).

Insecticidas en aerosol de uso doméstico

Existe en fechas recientes la preocupación por adoptar mejores métodos para el control efectivo-inmediato de mosquitos adultos portadores de virus que se encuentran en contacto directo y que pueden contagiar a los humanos (particularmente durante los picos estacionales de transmisión y de brotes), especialmente para complementar los esfuerzos “oficiales” de los programas de control ya establecidos y promover la participación comunitaria en los niveles individual y familiar con un enfoque inovador de manejo integrado de vectores, ya que el rociado espacial y el ULV no llegan hasta los lugares más adentrados de las viviendas (ej. Paredes de habitaciones internas y baños) que son las superficies más comunes en las que los mosquitos reposan (16,  17).

Muchos insecticidas, especialmente los que vienen en presentación en aerosol, vienen en una formulación, que no es otra cosa que la mezcla de i) un ingrediente activo, el cual es un insecticida o un sinergista que es  el encargado de hacer el “trabajo sucio” y ii) un ingrediente inerte menos tóxico, los cuales se encuentran enumerados en la etiqueta del producto. Dicha mezcla está inmersa en un solvente con presión de un propulsor de gas. Las formulaciones de aerosol de venta libre al público tienen un porcentaje bajo de ingrediente activo. Estos productos desde su venta al público ya están listos para usarse y existen además dos tipos de formulaciones para estos insecticidas: i) los de contacto, que se rocían directamente al aire esperando que las gotas toquen a un insecto en vuelo o que lo matan al entrar en contacto directo con el insecticida; y ii) los de efecto residual que se aplican en una determinada superficie y/o en grietas y hendiduras, estos insecticidas persisten en dichas superficies, matando a los insectos que se posen o caminen en el área rociada por un lapso corto o largo de tiempo.

El uso de productos insecticidas intradomiciliares, en particular las latas de insecticidas en aerosol con efecto residual para rociado de superficies dentro de las viviendas, podrían utilizarse como una estrategia de control en las comunidades (18,19). Estos insecticidas también pueden utilizarse en lugares de trabajo y son un producto que la gente ha estado utilizando durante muchos años (20).

En la ciudad de Mérida son utilizados en el (70-86%) de los hogares y con un gasto mediano anual de en cada una de estas viviendas de aproximadamente 75 millones de pesos y son aplicados hasta 10 veces por día (21). Por otro lado en un estudio, para evaluar la eficacia de dos insecticidas en aerosol de efecto residual, aplicados en distintas superficies de absorción en laboratorio y en distintos tipos de sitios de reposo en  viviendas experimentales (datos no publicados), demostró que estos eran altamente efectivos contra hembras adultas de Ae. aegypti por varias semanas. Muchos de estos productos se utilizan compuestos combinados (ej. Propoxur +fenotrina) para matar cucarachas y otros insectos rastreros (ej. escorpiones), pero se recomiendan también para mosquitos para el control de mosquitos. Sin embargo, falta hacer más evaluaciones de estos insecticidas sobre todo en lo que a condiciones de campo se refiere.

Recomendaciones de uso.

Los insecticidas en aerosol pueden ser una herramienta importante y que puede usarse para el control, de mosquitos adultos. La demanda por este tipo de insecticida ha ido en aumento, debido a las situaciones graves de salud que se han ido presentando con los incrementos de casos de dengue y con la aparición de nuevas enfermedades virales transmitidas por Ae. aegypti como chikungunya y zika. En estos tiempos la gente prefiere comprar productos insecticidas para protección personal que sean rápidos y eficaces sin importar el precio a tener utensilios sencillos y baratos pero nada efectivos como por ejemplo, un matamoscas o una raqueta antimosquitos. Para que estos  aerosoles sean seguros y efectivos para los habitantes de las viviendas se tiene que aplicar correctamente. El cómo aplicar el insecticida es extremadamente importante, ya que muchas personas aplican los insecticidas de manera ineficaz porque escogen el producto equivocado, la formulación incorrecta o el método de aplicación equivocado.

Lo esencial para el uso de un insecticida en aerosol, es seguir las recomendaciones que sugieren los fabricantes, por lo que es importante leer cada etiqueta de cada producto y cumplir estrictamente con sus indicaciones. A pesar de que estos productos pueden representar una buena estrategia de control de mosquitos, existe poco conocimiento acerca de cómo utilizarlos de manera adecuada. Estudios recientes en la Ciudad de Mérida, utilizando insecticidas domésticos de rociado espacial y de rociado residual, revelaron que se pueden alcanzar altos porcentajes de mortalidad (43-63%) en cepas de mosquitos de campo si se aplican correctamente de acuerdo a las recomendaciones. Es decir que influye el tipo de aplicación sobre las mortalidades de las poblaciones de mosquitos.

El uso correcto de los insecticidas también es importante para a la hora de controlar a los mosquitos vectores. Por ejemplo si son de rociado espacial y de contacto; y residuales.

Un insecticida de uso espacial que mata por contacto debe aplicarse rociando una habitación, esperando que las gotitas de insecticida toquen al insecto y lo derriben. Sin embargo a la hora de utilizar un insecticida doméstico de tipo residual, estos se han utilizado de manera similar a los de contacto. Por lo general estos insecticidas residuales son un poco más caros que los antes mencionados y usándolos rociando al aire, la nube cae al suelo y luego se quita el insecticida al limpiar hacer limpieza del piso, lo que representa un desperdicio de producto por parte del usuario.

La recomendación en la mayoría de las etiquetas de éstos productos, es la de rociar una superficie en donde se tenga conocimiento de paso o de descanso de los insectos, esperar media hora para que la superficie se seque y  que el insecticida haga efecto en el tiempo que promete (existen productos que duran semanas e incluso un par de meses). La ventaja de estos productos residuales es que pueden utilizarse en paredes, detrás de muebles, cortinas en áreas dentro de las habitaciones etc.

Estudios han reportado que l comunidad gasta una cantidad considerable de dinero para controlar y matar mosquitos (21). Por lo tanto, es necesario guiar la selección de un insecticida doméstico apropiado y efectivo. Asi como promover su correcto manejo y uso.

Como recomendaciones adicionales: a pesar de que los insecticidas domésticos en aerosol no representan un peligro para las personas y animales del hogar, existen algunas recomendaciones generales para su correcto uso y evitar daños mayores: Utilizar sólo productos autorizados,  leer la etiqueta antes de comprarlos y cumplir estrictamente sus indicaciones. Mantenerlos en sus envases originales, guardados fuera del alcance de los niños y los animales, y lejos de los alimentos.

Desventajas

Las características del rociado (si no es aplicado correctamente) podrían influir en la eficacia del insecticida. El tamaño y diámetro de las gotas y la separación

Las características de la pulverización también podrían influir en la eficacia del insecticida. El diámetro de la gota, su velocidad de separación de la nube y la colisión con el insecto blanco; así como el diámetro de la boquilla puede influir en la salida del insecticida lo que puede llevar a diferencias en mortalidades en las poblaciones de mosquitos (22).

También pueden influir en la mortalidad la presencia de obstáculos ya que las gotas que necesitan estar en contacto con los mosquitos se quedan atrapadas en dichos obstáculos. Es posible también que el número de gotas necesarias para matar a los mosquitos dentro de gabinetes o lugares con obstáculos sea insuficiente. Por lo que se recomienda abrir gabinetes y cajones mientras se hace el rociado

Por otro lado las diferencias entre los ingredientes activos pueden resultar en diferentes mortalidades. Dado que las dosis eran diferentes incluso entre los productos con la misma formulación, fue imposible evaluar las diferentes mezclas de formulación.

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Beatriz López Monroy
Universidad Autónoma de Nuevo León (UANL), Facultad de Ciencias Biológicas. Av. Universidad s/n Cd. Universitaria, San Nicolás de los Garza, N.L. 66455 México.

INTRODUCCIÓN

Los insectos juegan un papel primordial en todos los ecosistemas pues pueden fungir como polinizadores o fuente de alimento para organismos superiores, en el ciclaje de nutrientes y hasta como controladores de plagas. Desafortunadamente también se ven implicados en la transmisión de enfermedades al hombre, animales y plantas, se comen nuestros cultivos o granos almacenados, entre otros.

Lo anterior nos lleva a reflexionar en el área de oportunidad que se tiene en investigación al tratarse de insectos ya sea en la búsqueda de medidas para su control o bien el aprovechamiento que se le puede dar a estas formas de vida o los procesos que estos llevan a cabo.

La genómica se refiere al estudio del genoma completo, de todos los genes que se encuentran en un organismo (23). En una analogía, el genoma es el manual de instrucciones para la vida donde se encuentran los genes a partir de los cuales se forman las proteínas, que a su vez llevan a cabo las funciones de un organismo. Su tamaño es variable y este no es proporcional al número de genes y mucho menos se correlaciona con la posición evolutiva de los organismos. Por lo tanto, la genómica es una ciencia que se enfoca al estudio de los genomas, así como los genes que contienen, sus funciones, las interacciones entre ellos y con los factores ambientales. Dicho estudio involucra: mapas genómicos, secuencias genómicas y funciones génicas.

Con el rápido desarrollo de tecnologías de secuenciación de genes los científicos han trabajado arduamente en diferentes proyectos de secuenciación de genomas, como el Genoma 10K el cual se estableció en 2009 por un consorcio de biólogos y genómicos determinados a facilitar la secuenciación y análisis de 10,000 genomas completos de vertebrados; o el Bird 10K similar al anterior. En 2017, se propuso el Proyecto Earth BioGenome en la conferencia de BioGenomics con el propósito de lanzar el genoma de todos los organismos vivos (12).

En el caso de insectos, fue en 2011 cuando Robinson y colegas propusieron la iniciativa i5k que busca secuenciar el genoma de 5000 insectos y otros artrópodos con importancia biológica significativa o valor económico, esto antes del 2017. Desafortunadamente los objetivos de la iniciativa i5k están aun muy lejos de cumplirse debido a la dificultad de ensamblar los genomas y el limitado apoyo financiero. No obstante, este ambicioso proyecto generó una gran cantidad de datos e interés en genomas de insectos (17).

Dada la importancia de los insectos y la información contenida en sus genomas, es que a continuación se describen algunos de los principales avances dentro de la genómica de insectos.

Secuenciación, ensamblaje y anotación de genomas de insectos

Las razones por las cuales se secuencia el genoma de los insectos son casi tan diversas como el mismo grupo. Podemos mencionar que principalmente se debe a que algunos de estos tienen importancia como modelos de estudio, en ecología, evolución o bien porque son plagas o transmiten alguna enfermedad. Cualquiera que sea la razón de secuenciar el genoma de un insecto, hasta el año 2019, se han registrado 1219 proyectos de secuenciación del genoma de insectos en el Centro Nacional de Información Biotecnológica (NCBI). De este total 401 especies de insectos tienen conjuntos genómicos completos con calidad variada; 155 poseen la anotación del genoma la cual ha sido publicada; y más de 100 genomas de insectos han sido publicados en revistas científicas (12). Sobre la base de estos recursos fundamentales, entomólogos han generado abundantes datos genómicos funcionales de insectos, incluidos transcriptomas, proteomas y metabolomas.

Resulta interesante que de los 1219 genomas de insectos en el NCBI Bio Projects (Project type: primary submission) se cubren casi todos los órdenes (Figura 1). El orden de insectos con más proyectos de secuenciación es Phthiraptera, seguido de Diptera y Lepidoptera.

Proyectos de secuenciación de genomas de insectos (Elaboración propia con datos de Li et al. 2019)

Figura 1. Proyectos de secuenciación de genomas de insectos (Elaboración propia con datos de Li et al. 2019)

De estos proyectos de secuenciación de genomas, solo algunos se han ensamblado y se encuentran en 18 órdenes, incluidos Archaeognatha, Blattodea, Coleoptera, Collembola, Diptera, Ephemeroptera, Hemiptera, Hymenoptera, Lepidoptera, Odonata, Orthoptera, Phasmatodea, Phthiraptera, Plecoptera, Siphonaptera, Strepsiptera, Thysanoptera y Trichoptera. El número mayor de genomas ensamblados lo tiene Diptera, seguido de Lepidoptera, Hymenoptera y Hemiptera (Figura 2).

Idealmente, los datos de secuenciación para el ensamblaje del genoma se pueden obtener de individuos homocigotos endogámicos.

Genomas de insectos ensamblados

A pesar de esta diversidad hay únicamente 10 órdenes de insectos con genomas anotados, lo que representa el 12.7% de todos los proyectos de secuenciación de genomas de insectos (Figura 3), esto es reflejo de las dificultades adicionales encontradas en el ensamblaje y anotación de genomas. A la fecha la baja calidad de ensamblaje se debe típicamente a las secuencias repetitivas y la alta heterocigocidad, siendo esta última el obstáculo para la anotación de genomas de insectos  (12) (o machos haploides en el caso de himenópteros) para evitar complejidad de datos creada por heterocigosidad.

Sin embargo, dado que la obtención de tales muestras a menudo es difícil o imposible, recientemente se han realizado esfuerzos para desarrollar métodos diseñados explícitamente para manejar el ensamblaje de genomas heterocigotos. Por otro lado, una gran cantidad de secuencias repetitivas en el genoma puede causar una ambigüedad sustancial en el proceso de ensamblar contigs y andamios.

Genomas de insectos anotados

La anotación del genoma es indispensable para caracterizar los elementos funcionales en el genoma. Se puede clasificar en dos pasos: anotación estructural y anotación funcional. La anotación estructural viene primero, identificando qué regiones del conjunto corresponden a características específicas, como los genes (incluidos los límites intrón-exón) y los elementos transponibles (TE). Una vez que se delinean las características estructurales, la anotación funcional tiene como objetivo inferir la función e identidad de los genes y otros elementos, en función de las similitudes de secuencia.

Bases de datos de genomas de insectos

Con el avance y desarrollo de tecnologías de secuenciación, los datos genómicos de insectos se están acumulando rápidamente, y la forma de gestionar, almacenar, mostrar y compartir estos datos se convierte en un problema muy urgente (2,20). Las bases de datos genómicas y los recursos relacionados juegan un papel importante en la gestión, el intercambio y la extracción de datos biológicos.

De acuerdo con los datos y recursos que contienen las bases de datos, estas se pueden clasificar en tres categorías. La primera categoría la conforman grandes bases de datos de almacenamiento integradas, que contienen tipos de datos muy diversos, a menudo con variaciones sustanciales en la calidad de los datos. Dichas bases de datos tienen altos costos de mantenimiento y desempeñan principalmente el papel de almacenamiento de datos. Este tipo de base de datos está representada por el NCBI (18), el Instituto Europeo de Bioinformática (4) y la Base de datos japonesa de ácidos nucleicos (11), que se reconocen como las tres principales bases de datos de genes.  La segunda categoría la conforman bases de datos del genoma con un enfoque particular en un grupo de especies. Este tipo de base de datos es comúnmente mantenida por un grupo de investigación. La cantidad de datos se reduce significativamente en comparación con las tres bases de datos principales, pero la calidad de los datos es alta. La tercera categoría tiene como objetivo presentar los datos genéticos de una sola especie o un solo género. Normalmente, estas bases de datos son mantenidas por el grupo que secuencia el genoma, el cual es fácil y las actualizaciones son rápidas.

En la actualidad, la mayoría de los datos genéticos de insectos se almacenan en bases de datos completas. La base de datos NCBI RefSeq es la mayor fuente de anotaciones del genoma de los insectos, con un navegador genómico, BLAST, base de datos de genes y otros recursos (14).

Muchos investigadores de insectos han establecido bases de datos para un grupo de especies, como VectorBase (8), FlyBase (1), Butter flyBase (15), AphidBase (7), Hessian Fly Base (16), Ant Genomes Base (6), Hymentoptera Genome Database (13), BeeBase y LepBase (3).

Por otro lado, las bases de datos de genomas de insectos individuales incluyen MonarchBase (27), ChiloDB (25), WaspAtlas (5), el Proyecto Genoma Heliconius (9), NasoniaBase (6), DBM-DB (21), KONAGAbase (10), KAIKObase (19), SilkDB (22), BeetleBase (22) y ManducaBase (16). Estas bases de datos proporcionan los datos genéticos de una especie o un género, satisfaciendo los requisitos de diferentes usuarios.

A continuación, se presentan las descripciones de tres bases de datos de genoma de insectos: i5k workspace @NAL (16), InsectBase (26) y VectorBase (8).

i5k Workspace @ NAL (https://i5k.nal.usda.gov/)

La base de datos i5k Workspace @ NAL es una base de datos genómica de artrópodos, dirigida por el Departamento de Agricultura de los Estados Unidos. Esta plataforma surge como resultado de la gran cantidad de información que se generó y se sigue generando del proyecto i5k.  Poelchau y colaboradores construyeron esta base de datos, proporcionando procesos y plataformas estandarizados para el ensamblaje, anotación y mantenimiento del genoma. Se incluyen un total de 64 genomas de insectos. La base de datos proporciona la función de navegación, descarga, envío de datos, alineación de secuencias, visualización del genoma y plataforma de anotación manual genómica en línea, y dos herramientas en línea, HMMER y CLUSTAL (16). La ventaja más notable de i5k Workspace @ NAL es que esta plataforma proporciona tanto anotaciones comunitarias como curación manual de genomas de insectos y produce conjuntos de genes oficiales estándar para insectos.

InsectBase (http://www.insect-genome.com/)

InsectBase es una base de datos integral de genomas y transcriptomas de insectos (26). Incluye genomas de insectos de 155 especies correspondientes a 16 órdenes, de las cuales 61 genomas tienen información de anotación También contiene más de 4 millones de tecnologías ecológicamente racionales de 237 especies y 7544 miRNA de 69 especies, proporciona una variedad de funciones, que incluyen consulta, alineación, visualización del genoma, construcción de rutas y anotaciones, análisis evolutivo y construcción de árboles filogenéticos. Todos los datos genéticos se pueden descargar y un dato adicional es que a través de la minería de datos, InsectBase proporciona una función iFacebook para identificar la red de relación de investigadores, genes y especies.

VectorBase (https://www.vectorbase.org/)

VectorBase es una base de datos del Centro de Recursos Bioinformáticos (BRC), perteneciente al Instituto Nacional de Alergias y Enfermedades Infecciosas (NIAID) del Departamento de Salud de los Estados Unidos. Esta base de datos se enfoca en información genómica, fenotípica y poblacional de vectores invertebrados de organismos patógenos para los humanos. Se pueden encontrar genomas, transcriptomas, proteomas, secuencias mitocondriales, información poblacional y notas de los cambios realizados a la bioinformación. La información de cada tipo está organizada, además presenta filtros y herramientas que facilitan la búsqueda. Dentro de las herramientas que contiene se encuentran Apollo, BLASY, ClustalW, Genome Browser entre otras.

Desafíos y perspectivas de la genómica de insectos

Hoy en día, el mayor desafío de la secuenciación del genoma del insecto es la dificultad de obtener un ensamblaje del genoma de alta calidad a partir de las lecturas sin procesar producidas por las técnicas de secuenciación de segunda generación. Illumina HiSeq es la plataforma de secuenciación de segunda generación más utilizada actualmente, y es rápida, barata y altamente precisa. Sin embargo, solo puede producir lecturas cortas (<250 pb). Esto supone un gran desafío para el ensamblaje del genoma, porque la mayoría de los insectos, especialmente los lepidópteros, tienen una alta heterocigosidad. El problema de la heterocigosidad a menudo se complica por el tamaño de los insectos lo que hace necesario formar pools de individuos para obtener suficiente ADN para el análisis. Además, es bastante difícil producir cepas endogámicas para la mayoría de los insectos (12).

El uso de las técnicas de secuenciación de tercera generación, que pueden producir lecturas largas (> 10 kb), es un remedio prometedor para estos desafíos. PacBio es la primera técnica de secuenciación de tercera generación ampliamente utilizada. Las lecturas de PacBio son incluso más largas que muchos contigs en varios conjuntos de genomas de insectos. Los genomas de varios insectos han sido reportados usando PacBio o la combinación de Illumina y PacBio. Una de las desventajas de las tecnologías de lectura larga es la cantidad de ADN de alto peso molecular requerido para los métodos. Además, estos métodos tienen altas tasas de error en la secuencia, aunque la corrección de errores puede depender del uso de sub-lecturas crudas superpuestas para mejorar la precisión base. En general, PacBio requiere más profundidad de cobertura para mejores correcciones.

Los avances regulares en las tecnologías de secuenciación han estimulado la rápida acumulación de genomas de insectos, preparando el escenario para una nueva era de la ciencia de los insectos. Las nuevas herramientas para la manipulación genética y la edición del genoma serán un jugador importante en esta etapa. Con el apoyo de la información genómica, tales herramientas sin duda acelerarán los conocimientos sobre la base genética de los fenotipos.

Más allá de diversificar la investigación básica sobre los insectos, los datos del genoma de los insectos son recursos útiles para desarrollar políticas alternativas y ecológicas de control de plagas. La genómica funcional y poblacional aplicada a las especies de plagas está dando nuevos conceptos para la implementación del manejo integrado de plagas (MIP), lo que lleva a la incipiente subdisciplina de las MIP-omicas (12). Tales análisis permiten a los entomólogos descubrir la diversidad molecular en las poblaciones de insectos que subyacen

Además, la re-secuenciación del genoma seguida de estudios de asociación de todo el genoma se ha convertido en una estrategia eficaz para descubrir los mecanismos de muchos rasgos importantes, como la resistencia a los insecticidas, el polimorfismo geográfico y la adaptación al huésped (24).

Conclusión

Los avances en las tecnologías de secuenciación han llevado a generar diversos proyectos a fin de obtener la secuencia de genomas de diferentes organismos, en donde los insectos no han sido la excepción. La gran cantidad de datos generados por la secuenciación del genoma de los insectos está llevando a la entomología a una nueva era, promoviendo avances científicos en diversas áreas. La rápida acumulación de grandes cantidades de datos del genoma no solo brinda muchas oportunidades para importantes descubrimientos científicos, sino que también plantea muchos desafíos.

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León Mariana Cuesy1 y Molina Garza Zinnia1.
1Universidad Autónoma de Nuevo León (UANL), Facultad de Ciencias Biológicas. Av. Universidad s/n Cd. Universitaria, San Nicolás de los Garza, N.L. 66455 México.

La tasa de éxito de los patógenos transmitidos por garrapatas se debe principalmente a los aspectos favorables de la fisiología de la garrapata que se derivan de su adaptación a la alimentación de sangre relativamente prolongada.  Las interacciones garrapata-huésped-patógeno han evolucionado a través de procesos dinámicos que involucran  los rasgos genéticos del huésped, patógenos y garrapatas que median su desarrollo y supervivencia. La coevolución de las estas interacciones facilita la infección de patógenos al tiempo que protege a las  garrapatas y huéspedes de los impactos producidos por dicha infección, lo que garantiza su supervivencia y transmisión. Estas interacciones entre organismos pueden producir conflicto y cooperación (Figura 1), aunque esta última ha sido ignorada para interacciones garrapata- hospedero-patógeno (1,2).

Las garrapatas producen una lesión al alimentarse, ante esto el hospedero reacciona con la formación de un tapón hemostático, activación de la cascada de coagulación, vasoconstricción, y respuestas inflamatorias

que llevan a la cicatrización de la herida y remodelación del tejido, lo anterior interrumpiría la alimentación de las garrapatas, sin embargo, logran completarla debido a la presencia de una gran cantidad de moléculas con actividad anticoagulante, antiplaquetaria, vasodilatadoras, antiinflamatoria e inmunomoduladoras en su saliva (3).

Ejemplos de conflicto y cooperación en las interacciones vector- patógeno – huésped (De la Fuente et al, 2016).
Figura 1. Ejemplos de conflicto y cooperación en las interacciones vector- patógeno – huésped (De la Fuente et al, 2016).

Estas moléculas se han desarrollado durante la co-evolución del parásito y huésped, además facilitan la adquisición y transmisión de patógenos, lo cual ha sido descrito como transmisión asistida por saliva (SAT). Los mecanismos moleculares por los cuales estas moléculas SAT median la transmisión de patógenos son en gran parte desconocidos, y hasta la fecha, solo se han identificado unas pocas asociadas a la transmisión de patógenos específicos y sus funciones no se han aclarado (3). La sangre ingerida se acumula en el intestino, la hemoglobina y otras proteínas son absorbidas por y digeridas intracelularmente en lisosomas (4). Aminoácidos y otros compuestos son liberados y trasportados  a tejidos periféricos y ovarios,  donde su función principal es el desarrollo del huevo.

Dentro del vector, los patógenos tienen que superar varias barreras tisulares, como lo son: intestino, hemocele y glándulas salivales u ovarios (en caso de transmisión transovárica) además deben sobrevivir al período entre la muda y la alimentación posterior de la siguiente etapa de desarrollo (5). En su recorrido desde el intestino medio hasta los tejidos periféricos, los patógenos se enfrentan a mecanismos de defensa humoral que involucran cascadas de señalización innata como lo son las vías Toll, de Inmunodeficiencia (IMD) y la Janus quinasa / transductor de señal y activador de la transcripción (JAK / STAT) que son activadas por patrones moleculares asociados a patógenos (PAMPs), que son detectados por receptores de reconocimiento de patrones (PRRs) (6). Y que por consecuencia desencadenan una impresionante variedad de respuestas humorales y celulares, incluyendo péptidos antimicrobianos (AMPs), por ejemplo, defensinas, lisozimas, microplusinas, etc., que matan, atrapan o inhiben directamente a los invasores. Igualmente, importantes son los procesos celulares, principalmente la fagocitosis por los hemocitos de la hemolinfa, que capturan, ingiere o encapsulan microbios invasores, regulados por un sistema primordial de proteínas que contienen tioéster, lectinas relacionadas con fibrinógeno y factores de convertasa (5). Las garrapatas también expresan especies reactivas de oxígeno (ROS), así como glutatión-S-transferasa, superóxido dismutasa, proteínas de choque térmico (HSP) e incluso inhibidores de proteasa, logrando así mantener patógenos y comensales sin afectar su estado físico ni desarrollo (7).  Las interacciones que se producen entre las comunidades microbianas dentro de la garrapata, pueden ser competitivas, exclusivas, facilitadoras o ausentes, y pueden afectar la transmisión de patógenos, ya sea directamente a través de la competencia de nutrientes o la inmunidad inducida / reducida, o indirectamente al afectar la viabilidad, reproducción o estado físico de la garrapata (8). Sin embargo, el papel de los endosimbiontes de garrapatas en la transmisión de patógenos solo se ha estudiado en algunas pocas especies bacterianas y garrapatas (9) (Figura 2).

Mecanismos inmunes y moleculares que constituyen barreras potenciales para la transmisión de patógenos
Figura 2 Mecanismos inmunes y moleculares que constituyen barreras potenciales para la transmisión de patógenos (5).

Descifrar las interacciones entre la garrapata y sus bacterias simbióticas, probablemente revelará nuevos conocimientos, para controlar las enfermedades transmitidas por garrapatas (10).

Literatura

De la Fuente, J., Estrada-Peña, A., Cabezas-Cruz, A. & Kocan, K. M. Anaplasma phagocytophilum Uses Common Strategies for Infection of Ticks and Vertebrate Hosts. Trends Microbiol. 20, (2015).

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