Julio-Octubre, 2016. Vol. 3 No. 2

por Dr. Gustavo Ponce
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A Los Lectores:

Estimados lectores bienvenidos a la edición número dos del año 2016, de la revista de divulgación Artrópodos y Salud, agradeciendo el interés por la lectura de este número. Esta publicación será publicada semestralmente, en la cual les presentamos una serie de información sobre tópicos relacionados con los artrópodos y su efecto en la salud, humana, animal y vegetal.

En nuestra sección Editorial Los microARNs (miARN). Por. MC. Pablo Rodríguez Sánchez, tema abordado de manera general.

En la sección de monografías, se habla del padre de la fisiología de insectos Vincent Wigglesworth, sus obras y legado.

En el artículo, Ritmos Circadianos: Insectos Como Modelo De Estudio, nos da un panorama general de los principales descubrimientos en este tema, así también se abordan otros temas como es la The deadliest animal in the world, la nota cientifica: A taxonomic checklist of the mosquitoes of Harris County, Texas, zika: Is DDT an answer?, semana de acción contra los mosquitos, plagas de granos almacenados e insectos culinarios.

Los invitamos de la manera más atenta a que disfrute del contenido de esta publicación, cuyo objetivo es divulgar conocimiento dentro del apasionante tema de los Artrópodos y su efecto en la Salud en general.

COMITÉ EDITORIAL.

Los microARNs (miARN)

Los microARNs (miARN) son pequeños ARN no codificantes que se generan en todos los organismos. Su papel es regular la expresión génica.

Los dos primeros miRNAs (lin-4 y let-7) fueron identificados a partir de Caenorhabditis elegans y desde este descubrimiento se han reportado variables números de miRNAs en diversos organismos, con cifras actuales que rondan los 16,772 miRNAs conocidos. Su función principal es la regulación de la expresión génica a nivel post-transcripcional. Cada miRNA potencialmente puede regular la expresión de varios transcriptos. La unión de miRNAs a secuencias complementarias en los genes diana puede dar lugar a la inhibición de la transcripción y por ende repercutir en la traducción.

Un gran número de miRNAs se conservan entre los insectos y otros animales, por ejemplo, 73 de 139 miRNAs conocido en C. elegans tienen su homólogo en Drosophila melanogaster y humano, por otro lado, Anopheles gambiae conserva 38 miRNAs con Drosophila y 71 miRNAs se comparten entre D. melanogaster y Aedes aegypti.

Las alteraciones en la expresión de miRNAs pueden conducir a fenotipos específicos tanto favorables como desfavorables. En varias especies, incluidos insectos, se ha demostrado que un gran número de miRNAs se expresan diferencialmente en las distintas etapas del desarrollo. Numerosos estudios funcionales realizados en D. melanogaster y Bombyx mori han establecido el papel de miRNAs en la proliferación y el desarrollo de células, la resistencia al estrés y el metabolismo de las grasa, la neurogénesis y la neurodegeneración, entre otros.

Los conocimientos actuales acerca de las funciones de los miARN en los insectos proporcionar un panorama alentador para el control biológico de insectos de importancia agrícola y de salud.

Vincent Wigglesworth

Vincent Wigglesworth
(Abril 17, 1899-Febrero 11, 1994)

Entomólogo británico, conocido como el padre de la fisiología de los insectos.

Comenzó su carrera de investigación en la Escuela de Londres de Higiene y Medicina Tropical en 1926 con un título de médico y un amor para toda la vida de los insectos. Por 1939 había completado la primera edición de lo que iba a convertirse en la biblia de una nueva disciplina: “Los Principios de Fisiología de Insectos” (Wigglesworth, 1939), y para ir a través de 8 ediciones.

Su prefacio comienza: “Los insectos proporcionan un medio ideal en el que estudiar toda la problemas de la fisiología “(desarrollo, como él lo vio, es una rama de la fisiología). Luego pasó a demostrar la verdad de ese postulado, atendiendo a varios sistemas diferentes, y hacer importantes descubrimientos en todos ellos, pero era sobre la cuestión de post-embrionario el desarrollo que hizo los avances más importantes.

Él murió en 1994, tres años después de la publicación de su artículo 264, y después de una vida que se extendió por el redescubrimiento de Mendel papeles, el triunfo de la doctrina de la neurona, la fundación de las disciplinas de Bioquímica y Genética, el nacimiento de neuroendocrinología y de la biología molecular, la solución del código genético.

Publico más de 264 trabajos (26 de ellos en el Journal of Experimental Biology) sobre diferentes aspectos de la fisiología de los insectos. Su trabajo sobre Rhodnius prolixus, el insecto besador, a partir de 1933, fue fundamental en el campo de la endocrinología de los insectos ya que él fue el primero en descubrir la hormona que prevenía la metamorfosis, Hormona Juvenil (JH), antes de aclarar algunos de sus roles.

Estos hallazgos llevaron a Wigglesworth a formular un modelo para el control de la metamorfosis mediante el cual, la hormona de la muda inicia la formación de la cutícula.

By Bill Gates

What would you say is the most dangerous animal on Earth? Sharks? Snakes? Humans?

Of course the answer depends on how you define dangerous. Personally I’ve had a thing about sharks since the first time I saw Jaws. But if you’re judging by how many people are killed by an animal every year, then the answer isn’t any of the above. It’s mosquitoes.

When it comes to killing humans, no other animal even comes close. Take a look:

What makes mosquitoes so dangerous? Despite their innocuous-sounding name—Spanish for “little fly”—they carry devastating diseases. The worst is malaria, which kills more than 600,000 people every year; another 200 million cases incapacitate people for days at a time. It threatens half of the world’s population and causes billions of dollars in lost productivity annually. Other mosquito-borne diseases include dengue fever, yellow fever, and encephalitis.

There are more than 2,500 species of mosquito, and mosquitoes are found in every region of the world except Antarctica. During the peak breeding seasons, they outnumber every other animal on Earth, except termites and ants. They were responsible for tens of thousands of deaths during the construction of the Panama Canal. And they affect population patterns on a grand scale: In many malarial zones, the disease drives people inland and away from the coast, where the climate is more welcoming to mosquitoes.

Considering their impact, you might expect mosquitoes to get more attention than they do. Sharks kill fewer than a dozen people every year and in the U.S. they get a week dedicated to them on TV every year. Mosquitoes kill 50,000 times as many people, but if there’s a TV channel that features Mosquito Week, I haven’t heard about it.

That’s why we’re having Mosquito Week on the Gates Notes.

Everything I’m posting this week is dedicated to this deadly creature. You can learn about my recent trip to Indonesia to see an ingenious way to combat dengue fever by inoculating not people, but mosquitoes. (Somehow this story involved me offering up my bare arm to a cage full of hungry mosquitoes so they could feed on my blood.) You can read a harrowing account of what it’s like to have malaria and hear from an inspiring Tanzanian scientist who’s fighting it. And I’ve shared a few thoughts from Melinda’s and my recent trip to Cambodia, where I saw some fascinating work that could point the way to eradicating malaria, which would be one of the greatest accomplishments in health ever.

I hope you’ll have a look around. I can’t promise that Anopheles gambiae will be quite as exciting as hammerheads and Great Whites. But maybe you’ll come away with a new appreciation for these flying masters of mayhem.

https://www.gatesnotes.com/Health/Most-Lethal-Animal-Mosquito-Week

Martin Reyna Nava* and Mustapha Debboun
Harris County Public Health & Environmental Services Mosquito Control Division, Houston, TX 77021,
U.S.A.,
mreyna@hcphes.org
Vol. 41, no. 1 Journal of Vector Ecology

Carpenter and LaCasse (1955) reviewed 143 mosquito species and Darsie and Ward (1981) listed 167 species in North America. Darsie and Ward (2005) included 174 species in North America. However, Aedes pertinax Grabham is a newly discovered species for North America (Shroyer et al. 2015), thus increasing the total to 175 and of those, 85 are listed in Texas. A list of mosquitoes of Texas by McGregor and Eads (1943) contained 54 species; 75 by the Division of Medical Entomology Bureau of Laboratories Texas State Health Department (TSHD) (Randolph and O’Neill 1944), and 79 by the Entomology Division, State Department of Health Laboratories in Austin, TX (Wisemann 1965). Additionally, other researchers have published their findings regarding mosquito densities and distribution in Texas (Breland 1956, Hill et al. 1958, Eads et al. 1960, Easton et al. 1968, Nielsen et al. 1968, Sublette and Sublette, 1970, Moore et al. 1990).

The number of mosquito species recorded in Texas increased, including nine new species reported by O’Neill et al. (1944) and the discoveries of other mosquito species reported over the course of time, vizDeinocerites spanius Dyar and Knab (Fisk 1941), Psorophora mexicana (Bellardi) (Joyce 1945), Anopheles albimanus Wiedemann (Eads 1946), Aedes dupreei (Coquillett), Culex peccator Dyar and Knab, and De. epitedeus Knab (Rueger and Druce 1950), Cx. erythrothorax Dyar (Menzies et al. 1955), Ae. grossbecki Dyar and Knab (Keith 1979), Ae. albopictus (Skuse) (Sprenger and Wuithiranyagool 1986) and Cx. arizonensis Bohart (Reeves and Darsie 2003).

Currently, the Texas Department of State Health Services (DSHS) lists 79 species including the subgenus Cx. (Melanoconion) Theobald and Ps. varipes (Coquillett) (Fournier et al. 1989); whereas, the Texas A&M AgriLife Extension Agricultural and Environmental Safety Department (Texas A&M 2013) lists a total of 85 including the two aforementioned species. The same number was reported by the Texas Mosquito Control Association (TMCA 2001) based on Fournier’s original list of species and by Darsie and Ward (2005). However, the TMCA list contains species from Texas not reported in Fournier’s list. This type of discrepancy occurs among all lists, as one would expect considering the extent and the year in which each study was conducted combined with the changes in mosquito taxonomy through time. Thus, there appear to be differences among all Texas checklists based on the number of species reported.

Although mosquito species were collected and data compiled for 51 years in Harris County, there has not been a checklist published for the mosquitoes of Harris County and the City of Houston. The goal of this report is to provide for the first time a checklist of the mosquitoes found in Harris County and the City of Houston as reported in the literature and from our collection records.

Harris County is in southeastern Texas. It is irregular in shape measuring about 90.6 km north to south, 129.5 km east to west, and covers 4,603.65 km2 (Figure 1) with a population of over 4.4 million, making it the most populous county in Texas and the third most populous county in the United States (U.S. Census Bureau, 2014a). Northern and eastern portions are largely forested, southern and western portions are predominantly prairie grassland, and coastal areas are prairie and sand. The City of Houston, seat of Harris County, TX, is located on the upper Gulf coastal plain, the most populous city in Texas, and the fourth most populous city in the United States. Surface water in the Houston region consists of lakes, rivers, and an extensive system of bayous and manmade canals that are part of the rainwater runoff management system. Abundant rainfall is a result of the proximity to the Gulf, except for rare extended dry periods, (USDA 1976). Yearly average temperature is approximately 21° C with an average high of 26.5° C, an average low of 15.5° C, and 1,264.1 mm total precipitation (NOAA 2015).

Harris County Mosquito Control District (HCMCD), a Division under Harris County Public Health and Environmental Services (HCPHES), was established in 1964 following a St. Louis encephalitis (SLE) epidemic in Houston, TX (Luby et al. 1967, Bartnett et al. 1967, Chamberlain, 1980, Bell et al. 1981, Tsai et al. 1988). The HCMCD used an in-house list of 51 species representing ten genera reported to occur in Harris County, TX, in 1983. Since then, and until 2001, the list increased to 55 species under the same ten genera (HCPHES-MCD, unpublished data).

Since its establishment, mosquito surveillance included a variety of collection methods: New Jersey Light Traps (NJLT), Centers for Disease Control and Prevention (CDC) battery operated traps, bait traps, resting stations, larval collections, mechanical aspirators, and landing rate counts. Collected specimens included Ps. columbiae (Dyar and Knab), Cx. salinarius Coquillett, Culiseta inornata (Williston), An. crucians Wiedemann, Ae. sollicitans (Walker), and Cx. quinquefasciatus SayThirty-four species were collected out of 50 species reported in Harris County (Bartnett et al. 1967).

Since the introduction of West Nile virus (WNV) in Texas in 2002, trapping methodologies changed to the use of modified gravid (GV) traps, CDC light traps (John W. Hock, Gainesville, FL) placed in residential properties, and CDC traps in the storm sewer (SS) system of Harris County and the City of Houston. This accomplished the trapping of the main vector for SLE and WNV, the Southern house mosquito, Cx. quinquefasciatus (Chamberlain et al. 1966, Sudia et al. 1967). Harris County is divided into 268 mosquito control operational areas (MCOA), where half are monitored by GV traps and the other half with CDC light traps was new and named Ps. mathesoni (Belkin and Heinemann 1975). Aedes grossbecki was first recorded in Crosby, TX in 1966 and in Spring, TX, in 1979 in Harris County, TX (Keith 1979). Moreover, collections made in a woodland area within the City of Houston revealed the presence of Ae. atlanticusAe. tormentorAe. infirmatus Dyar and Knab, Ae. vexans (Meigen), and Ps. ferox (von Humboldt) (Roberts and Scanlon 1979). In addition, Hunt and Hacker (1984) collected mosquitoes in five genera and 13 species using CDC light traps baited with dry ice in the storm drain system inside the Interstate 610 Loop in Houston, TX, where 99% of the specimens collected were Cx. quinquefasciatus, in contrast to the results of Sudia et al. (1967) and Kokernot et al. (1974).

Mapa

Similarly, some species such as Ae. aegyptiAe. triseriatus (Say), Toxorhynchites rutilis septentrionalis Dyar and Knab, Or. signifera (Coquillett), and Cx. territans Walker, among others, were collected during the discovery of Ae. albopictus in Harris County, TX in 1985 (Sprenger and Wuithiranyagool 1986). Aedes epactius Dyar and Knab, and Ae. hendersoni Cockerell were collected in Harris County during routine collections in 1986 (Wuithiranyagool, personal communication). Aedes hendersoni had been restored to full specific rank, illustrating the differences between this species and those of Ae. triseriatus, thus being resurrected from synonymy (Breland 1960, Darsie 1973).

Harris County Mosquito Control District did not have a reference collection, therefore one was established in 1986 after the discovery of Ae. albopictus. Forty-two species are currently deposited within the collection out of the current 56 mosquito species, representing ten genera (Knight and Stone 1977, Knight 1978), reported to occur in Harris County based on our collections and records (Table 1).

The following species were not collected in recent years but were reported to occur in earlier studies in Harris County, including Ae. dupreeiAe. zoosophusAn. barberi Coquillett, (Kokernot et al. 1974), and Ps. varipes (O’Neill et al. 1944). Similarly, Ae. hendersoniAn. bradleyi King, Cx. abominator Dyar and Knab, Cx. thriambus Dyar, Ps. mathesoni, and Uranotaenia anhydor syntheta Dyar and Shannon, described by Belkin and McDonald (1956), have not been collected recently. However, most of these species were collected nearby in the northern and southern bordering counties of Montgomery and Galveston (Fournier et al. 1989), McLennan County (Duhrkopf 1994), and in San Antonio, TX (McPhatter et al. 2012).

Possible factors for this outcome are related to: 1) discontinuing the use of some of the old trapping methodologies while adopting new developments in trapping designs, targeting species derived from different types of habitats, age structure, and physiology, thus not collecting all species as in previous years; 2) record keeping performed manually during the first ten years of operations making retrieval, sorting, and analysis of data difficult due to illegible records and archiving methods; and 3) the numb limiting the information available to confirm occurrence of these species in Harris County.

Harris County Public Health and Environmental Services Mosquito Control Division will continue to monitor the entire county with previously mentioned collecting devices, and expand its reference collection to include all recorded mosquito species in Harris County and the City of Houston. Moreover, it shall re-incorporate the use of old trapping methodologies as well as the implementation of new collecting strategies to increase the likelihood of collecting rare and new record specimens for Harris County, particularly those medically important species such as Aedes japonicus japonicus (Theobald), as its distribution continues to move south (Bevins 2007, Harris et al. 2015) after its introduction into the U.S. (Peyton et al. 1999). It will also continue testing all new and re-emerging vector-borne pathogens that threaten the community in the future.

Acknowledgments

The authors thank all past and present Harris County Mosquito Control Division surveillance personnel for all their entomological efforts. We thank Mr. Vence Salvato for his assistance with the creation of the map. We also thank Dr. Dan Strickman for reviewing this manuscript.

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I) Genus AEDES Meigen

Subgenus Aedimorphus Theobald

 1) vexans (Meigen)

Subgenus Georgecraigius Reinert, Harbach & Kitching

 2) epactius Dyar & Knab

Subgenus Ochlerotatus Lynch Arribalzaga

3) atlanticus Dyar & Knab

4) canadensis (Theobald)

5) dupreei (Coquillett)

6) fulvus pallens Ross

7) grossbecki Dyar & Knab

8) infirmatus Dyar & Knab

9) mitchellae (Dyar)

10) nigromaculis (Ludlow)

11) sollicitans (Walker)

12) sticticus (Meigen)

13) taeniorhynchus (Wiedemann)

14) tormentor Dyar & Knab

15) trivittatus (Coquillett)

Subgenus Protomacleaya Theobald

16) hendersoni Cockerell

17) triseriatus (Say)

18) zoosophus Dyar & Knab

Subgenus Stegomyia Theobald

19) aegypti (Linnaeus)

20) albopictus (Skuse)

II) Genus ANOPHELES Meigen

Subgenus Anopheles Meigen

21) atropos Dyar & Knab

22) barberi Coquillett

23) bradleyi King

24) crucians Wiedemann

25) pseudopunctipennis Theobald

26) punctipennis (Say)

27) quadrimaculatus Say

III) Genus COQUILLETTIDIA Dyar

Subgenus Coquillettidia Dyar

28) perturbans (Walker)

IV) Genus CULEX Linnaeus

Subgenus Culex Linnaeus

      29) coronator Dyar & Knab

      30) nigripalpus Theobald

      31) quinquefasciatus Say

      32) restuans Theobald

      33) salinarius Coquillett

      34) tarsalis Coquillett

      35) thriambus Dyar

Subgenus Melanoconion Theobald

36) abominator Dyar & Knab

37) erraticus (Dyar & Knab)

Subgenus Neoculex Dyar

38) territans Walker

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V) Genus CULISETA Felt

Subgenus Culiseta Felt

39) inornata (Williston)

VI) Genus MANSONIA Blanchard

Subgenus Mansonia Blanchard

40) titillans (Walker)

VII) Genus ORTHOPODOMYIA TheobalD

               41) alba Baker

               42) signifera (Coquillett)

VIII) Genus PSOROPHORA Robineau-Desvoidy

Subgenus Grabhamia Theobald

43) columbiae (Dyar & Knab)

44) discolor (Coquillett)

45) signipennis (Coquillett)

Subgenus Janthinosoma Lynch Arribalzaga

46) cyanescens (Coquillett)

47) ferox (von Humboldt)

48) horrida (Dyar & Knab)

49) longipalpus Randolph & O’Neill

50) mathesoni Belkin & Heinemann

Subgenus Psorophora Robineau-Desvoidy

51) ciliata (Fabricius) 52) howardii Coquillett

IX) Genus TOXORHYNCHITES Theobald

Subgenus Lynchiella Lahille

53) rutilus septentrionalis (Dyar & Knab)

X) Genus URANOTAENIA Lynch Arribalzaga

Subgenus Pseudoficalbia Theobald

54) anhydor syntheta Dyar & Shannon

Subgenus Uranotaenia Lynch Arribalzaga

55) lowii Theobald

56) sapphirina (Osten Sacken)

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References Cited

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Irám P. Rodríguez-Sánchez.
Universidad Autónoma de Nuevo León, Departamento de Genética, Hospital Universitario “Dr. José Eleuterio González”, Monterrey, Nuevo León 64460, México. iramrodriguez@gmail.com

KEY WORDS: Síndrome de Turner, Síndrome de Klinefelter, Polisomía del X, aneuploidías de cromosomas sexuales.

INTRODUCCIÓN

El termino biológico “ritmo circadiano”  se refiere a oscilaciones de variables biológicas en intervalos regulares de tiempo. Al la fecha, distintos tipos de ritmos circadianos han sido documentados en organismos tanto procariotas como eucariotas, estos oscilando desde fracciones de segundo hasta años. Los ritmos circadianas son procesos de complejos engranajes fisiológicos que, aunque pueden ser blancos modificables por señales exógenas, persisten en condiciones de laboratorio, aun sin estímulos externos.

CARACTERÍSTICAS

El fenómeno relacionado con los ritmos circadianos se clasifica de acuerdo a su frecuencia y a su periodicidad. Los ritmos circadianos son endógenos y establecen una relación de fase estable con estos ciclos externos alargando o acortando su valor de periodo e igualándolo al del ciclo ambiental. A los ritmos circadianos se les permite sincronizarse con los ritmos ambientales como son los de luz y temperatura[1][2]. Los ritmos circadianos son regulados por relojes circadianos, estructuras cuya complejidad varía según el organismo que corresponda[3]. Al cambio cíclico ambiental que es capaz de sincronizar un ritmo endógeno se le denomina sincronizador o “zeitgeber”[4][5].

Para que un evento pueda ser clasificado como ritmo circadiano debe poseer las siguientes características:

Ø    Persistir sin señales endógenas[6].

Ø    En condiciones constantes se presenta una oscilación espontánea con un periodo cercano a las 24 horas[7].

Ø    La longitud del periodo en oscilación espontánea se modifica ligeramente o nada al variar la temperatura[8], es decir, poseen mecanismos de compensación de temperatura[9].

Ø    Son susceptibles de sincronizar a los ritmos ambientales que posean un valor de periodo aproximado de 24 horas, como los ciclos de luz y de temperatura[10][11].

Ø    El ritmo se desorganiza bajo ciertas condiciones ambientales como luz brillante[12].

Ø   En oscilación libre o espontánea, generalmente el período para especies diurnas es mayor de 24 horas y para especies nocturnas el período es menor a las 24 horas (Ley de Aschoff), aunque tiene más excepciones que ejemplos que cumplen la regla[13].

HISTORIA

El conocimiento de los ritmos circadianos datan de épocas muy primitivas de la historia de la humanidad, el tiempo y la variación periódica de los fenómenos biológicos en la salud y en la enfermedad ocupaban un lugar muy importante en la medicina antigua[14]. Estos conceptos fueron coleccionados y ampliados mediante observaciones de la naturaleza. En antiguos textos griegos redactados por Aristóteles se encuentran redacciones referentes al sueño, fenómeno regulado por el corazón. Posteriormente, redacciones de Galeno hacen referencia al mismo suceso biológico pero atribuyéndole las funciones al cerebro. El medio ambiente imponía su rutina a los seres vivos mediante fenómenos como la floración de las plantas, la reproducción estacional de los animales, la migración de las aves, la hibernación de algunos mamíferos y reptiles, fenómenos todos ellos cotidianos para el hombre, fueron inicialmente considerados como simples consecuencias de la acción de factores externos y astronómicos[15]. No fue hasta hace dos siglos y medio que el astrónomo francés Jean-Jacques D’Ortous de Mairan, usando una planta heliotrópica realizó el primer experimento que cambia las teorías que afirmaban que los ritmos circadianos eran meras respuestas pasivas al ambiente y sugiere de este modo su localización endógena. En 1832, Agustín de Candolle aporta con sus observaciones evidencia de la naturaleza endógena de los ritmos biológicos, cuando demuestra que bajo condiciones constantes el período de los ciclos de los movimientos de las plantas duraba aproximadamente 24 horas. A finales del siglo XIX Aschoff, Wever y Siffre desarrollan en sujetos humanos las primeras investigaciones y aparecieron las primeras descripciones sobre los ritmos diarios de temperatura en trabajadores a turnos. No fue hasta la década de los 60s que se acuña el término circadiano, por el Dr. Franz Halberg, a partir de los términos circa (lat., “alrededor”) y diem (lat., “día”)[16]. Fue además el principal impulsor de la cronobiología o estudios formales de los ritmos biológicos temporales tantos diurnos y semanales como anuales. En 1979, Seymour Benzer y col. identificaron a un gen capaz de afectar el ritmo circardiano en Drosophila, pero no fue hasta 1984 que estos mismos autores descubren el primer gen circadiano llamado periodo (per)[17], clonado en Drosophila. Este hallazgo fue seguido por el de un segundo gen circadiano, en un hongo, Neurospora, llamado frecuencia (frq)[18], y en 1995 clonaron un segundo gen en Drosophila, denominado eterno (en inglés timeless) (tim)[19].

ORÍGENES

Los ritmos circadianos son importantes para determinar los patrones de sueño y alimentación de los animales, pero también para la actividad de todos los ejes hormonales, la regeneración celular y la actividad cerebral, entre otras funciones. Se cree que los ritmos circadianos se originaron en las células más primitivas con el propósito de proteger la replicación del ADN de la alta radiación ultravioleta durante el día. Como resultado de esto, la replicación de ADN se relegó al período nocturno. El hongo Neurospora mantiene este mecanismo circadiano de replicación de su material genético. El reloj circadiano más simple del cual se tiene conocimiento a la fecha es el de las cianobacterias, en ellas se ha demostrado que el reloj circadiano del Synechococcus elongatus puede ser reconstruido in vitro con el ensamblaje de solo tres proteínas, funcionando con un ritmo de 22 horas durante varios días, sólo con la adición de ATP.

NEUROANATOMÍA

El reloj circadiano se localiza en el hipotálamo medial, a destrucción de esta estructura lleva a la ausencia completa de ritmos circadianos. La actividad de los ritmos circadianos es modulada por factores externos, fundamentalmente la variación de luz[20]. Esta información se recibe a través de los ojos, en las células ganglionares presentes en la retina[21]. Reciamente, se ha postulado que muchas células no nerviosas poseen también ritmos circadianos. Los órganos, tejidos y células que tienen sus propios ritmos se les conoce como osciladores periféricos y se incluyen: el esófago, pulmones, hígado, bazo, timo, células sanguíneas, células dérmicas, etc.

IMPACTO DE MODIFICACIONES DEL RITMO CIRCADIANO

La inducción de la modificación del ritmo circadiano trae con ello una serie de desfavorables modificaciones fisiológicas, a continuación se enlistan algunas[22][23]:

Ø Área cardiovascular:

o  Descompensación en la tensión arterial (Hipertensión / Hipotensión).

o  Alteración en la frecuencia cardíaca (Generalmente taquicardia).

o  Mayor propensión al síncope.

Ø Área Digestiva:

o  Hiperacidez gástrica.

o  Trastornos en la motilidad intestinal (estreñimiento o diarrea).

Ø Área Psíquica:

o  Trastornos del sueño.

o  Trastornos de la afectividad (Depresión, irritabilidad).

o  Trastornos de la sexualidad (Impotencia, anorgasmia, eyaculación precoz).

o  Trastornos cognitivos (alteraciones en la memoria y en la fijación de conocimientos).

o  Disminución de la autoestima.

Ø Área Neurológica:

o  Parestesias.

o  Movimientos involuntarios.

o  Paresias.

Ø Area Osteo-mio-articular:

o  Contractura muscular.

o  Sensación de cansancio.

o  Alteraciones posturales.

INSECTOS COMO MODELO DE ESTUDIO

Las modificaciones de los ritmos circadianos moleculares de los organismos están empezando a ser explotadas. Los cambios de los ritmos circadianos en algunos insectos pueden hacerlos mucho más vulnerables a los pesticidas y esto permitiría reducir las dosis de insecticidas y aumentar su efectividad, aparte de efectos colaterales como la disminución desfavorable al impacto ambiental[24]. El enfoque de control biológico basado en el aprovechamiento de los ritmos circadianos es de gran utilidad en programas de control integrado de plagas, cuyo objetivo es minimizar el uso de plaguicidas y prevenir el desarrollo de resistencia a los insecticidas. En proyectos piloto en Drosophila se encontró que era necesario duplicar o triplicar la dosis (según el insecticida) de insecticida para lograr el mismo efecto letal durante distintos momentos del día[25]. Los genes involucrados en el ritmo circadiano natural de día y noche pueden tener una amplia gama de efectos biológicos sobre la fertilidad, alimentación, sueño, estrés, productividad, producción de hormonas u otras funciones, actuando sobre múltiples células[26]. En insectos, los ritmos circadianos parecen coordinar los genes que rigen el metabolismo de xenobióticos y por otra parte los ritmos circadianos también afecten a la absorción, distribución y excreción de las sustancias tóxicas[27]. El estudio puso de manifiesto que la efectividad de insectos contra pesticidas de uso común (propoxur y fipronil) eran mucho menores durante el mediodía y que eran más efectivos al amanecer, al atardecer o a medianoche[28]. La eficacia de otros dos plaguicidas (deltametrina y malatión) no parece estar tan fuertemente asociada con la hora del día, al menos no en las moscas de la fruta[29].

CONCLUSIONES

Si bien los sistemas de medición del tiempo son creación humana, es innegable que la naturaleza presenta un orden bien determinado en la sucesión de lapsos diferenciados de actividad. El principal ejemplo de esto lo representan los días y las noches, los cuales no son sólo una alternancia de periodos de luz y oscuridad[30], sino que en cada uno de ellos se producen una serie de cambios ambientales en la temperatura[31], la presión atmosférica y los movimientos de las mareas. Esto repercute directamente en los organismos vivos. La era de las ciencias genomicas a dado mucha luz sobre el entendimiento de lo intrincado de los ritmos circadianos, permitinedo explorar su manupulacion para el beneficio de la humanidad[32].

BIBLIOGRAFÍA

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[8] Currie J, Goda T, Wijnen H. Selective entrainment of the Drosophila circadian clock to daily gradients in environmental temperature. BMC Biol. 2009 Aug 11;7:49.

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[10] Cheng MY, Bittman EL, Hattar S, Zhou QY. Regulation of prokineticin 2 expression by light and the circadian clock. BMC Neurosci. 2005 Mar 11;6:17.

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[12] Cheng MY, Bittman EL, Hattar S, Zhou QY. Regulation of prokineticin 2 expression by light and the circadian clock. BMC Neurosci. 2005 Mar 11;6:17.

[13] Kräuchi K. The thermophysiological cascade leading to sleep initiation in relation to phase of entrainment. Sleep Med Rev. 2007 Dec;11(6):439-51.

[14] Wright KP Jr, Gronfier C, Duffy JF, Czeisler CA. Intrinsic period and light intensity determine the phase relationship between melatonin and sleep in humans. J Biol Rhythms. 2005 Apr;20(2):168-77.

[15] Mistlberger RE, Skene DJ. Social influences on mammalian circadian rhythms: animal and human studies. Biol Rev Camb Philos Soc. 2004 Aug;79(3):533-56.

[16] von Schantz M, Jenkins A, Archer SN. Evolutionary history of the vertebrate period genes. J Mol Evol. 2006 Jun;62(6):701-7.

[17] von Schantz M, Jenkins A, Archer SN. Evolutionary history of the vertebrate period genes. J Mol Evol. 2006 Jun;62(6):701-7.

[18] Rosbash M, Allada R, McDonald M, Peng Y, Zhao J. Circadian rhythms in Drosophila. Novartis Found Symp. 2003;253:223-32; discussion 52-5, 102-9, 232-7 passim.

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[20] Cheng MY, Bittman EL, Hattar S, Zhou QY. Regulation of prokineticin 2 expression by light and the circadian clock. BMC Neurosci. 2005 Mar 11;6:17.

[21] Chaurasia SS, Pozdeyev N, Haque R, Visser A, Ivanova TN, Iuvone PM. Circadian clockwork machinery in neural retina: evidence for the presence of functional clock components in photoreceptor-enriched chick retinal cell cultures. Mol Vis. 2006 Mar 30;12:215-23.

[22] Kräuchi K. The human sleep-wake cycle reconsidered from a thermoregulatory point of view. Physiol Behav. 2007 Feb 28;90(2-3):236-45.

[23] Filipski E, Subramanian P, Carrière J, Guettier C, Barbason H, Lévi F. Circadian disruption accelerates liver carcinogenesis in mice. Mutat Res. 2009 Nov-Dec;680(1-2):95-105.

[24] Tauber E, Zordan M, Sandrelli F, Pegoraro M, Osterwalder N, Breda C, Daga A, Selmin A, Monger K, Benna C, Rosato E, Kyriacou CP, Costa R. Natural selection favors a newly derived timeless allele in Drosophila melanogaster. Science. 2007 Jun 29;316(5833):1895-8.

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[26] Paranjpe DA, Anitha D, Chandrashekaran MK, Joshi A, Sharma VK. Possible role of eclosion rhythm in mediating the effects of light-dark environments on pre-adult development in Drosophila melanogaster. BMC Dev Biol. 2005 Feb 22;5:5.

[27] Lone SR, Sharma VK. Exposure to light enhances pre-adult fitness in two dark-dwelling sympatric species of ants. BMC Dev Biol. 2008 Dec 2;8:113.

[28] Hooven LA, Sherman KA, Butcher S, Giebultowicz JM. Does the clock make the poison? Circadian variation in response to pesticides. PLoS One. 2009 Jul 31;4(7):e6469.

[29] Beaver LM, Hooven LA, Butcher SM, Krishnan N, Sherman KA, Chow ES, Giebultowicz JM. Circadian clock regulates response to pesticides in Drosophila via conserved Pdp1 pathway. Toxicol Sci. 2010 Jun;115(2):513-20.

[30] Cheng MY, Bittman EL, Hattar S, Zhou QY. Regulation of prokineticin 2 expression by light and the circadian clock. BMC Neurosci. 2005 Mar 11;6:17.

[31] Currie J, Goda T, Wijnen H. Selective entrainment of the Drosophila circadian clock to daily gradients in environmental temperature. BMC Biol. 2009 Aug 11;7:49.

[32] Ueda HR, Matsumoto A, Kawamura M, Iino M, Tanimura T, Hashimoto S. Genome-wide transcriptional orchestration of circadian rhythms in Drosophila. J Biol Chem. 2002 Apr 19;277(16):14048-52.

 

HOPKINS BLOOMBERG
PUBLIHEALTH
http://magazine.jhsph.edu/2016/summer/forum/open-source-ddt-an-answer-for-zika/

DDT is not the answer to controlling zika! The Aedes aegypti mosquito, which is the main vector responsible for  Zika transmission in humans in the Americas, has been shown to be resistant to DDT since the 1960s. Although the use of DDT in public health has since been discontinued, the issue of DDT resistance continues to pose a problem. The ‘pyrethroids’, another group of insecticides introduced in the Americas for mosquito control, uses the same mechanism as DDT. This has resulted in the development of cross-resistance to pyrethroids in Aedes aegyptimosquitoes, thereby adding to the problem of insecticide resistance.

Francisco Becerra, MD, MPH ’84, DrPH is the assistant director of the Pan American Health Organization/World Health Organization.

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DDT isn’t just a public health technology, it’s a symbol. What it symbolizes depends on one’s valueswhich is easier to see by looking to the past than the present. When we “banned” DDT in the ’70s, the pesticide symbolized human hubris and technology out of control to its foes; to its defenders, it represented humankind’s power to eliminate starvation and disease through science. Is DDT an answer to Zika today? For those with one set of values, yes; for those with another, no. No individual can answer this question, only a society, as its values and prevailing worldview tip the balance in favor of DDT’s known benefits—or its real and potential risks.

Elena Conis, PhD, is a historian of public health and medicine at Emory University, the 2015–2016 Cain Fellow at the Chemical Heritage Foundation, and the author of Vaccine Nation: America’s Changing Relationship with Immunization.

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No. With underlying insecticide resistance mechanisms antagonistic to DDT likely to already be present in targeted  Zika vectors, justification of using DDT in place of insecticides such as pyrethroids that are safer for vertebrates and the environment is unjustifiable. If used, DDT should only be used as an indoor residual spray, which may have limited impact on Zika vectors due to metabolic, genetic and behavioral resistance. Source reduction, if carried out at large enough scale, would have a greater and longer impact on reducing vector populations. This, in addition to reducing personal risk (e.g. repellents, window screening, air conditioning, etc.) is a better alternative than DDT for Zika virus.

Douglas Norris, PhD, MS, is a professor and researcher in the Department of Molecular Microbiology and Immunology andJohns Hopkins Malaria Research Institute.

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The short answer is no. It might be part of the answer, but we need to be wary of partial answers. Over the decades since the first eradication campaigns related to malaria, insect vectors have developed resistance to DDT, which means we have to do more. The answer is to develop careful and multicomponent programs for control of insect-borne disease: Drain the swamps, eradicate standing water, screen dwellings, utilize pyrethrin-treated bed nets along with carefully targeted indoor residual spraying with DDT; most importantly, establish and maintain effective case identification and treatment.

Ellen Silbergeld, PhD, a professor in Environmental Health Sciences, is an authority on how exposure to toxic substances can affect human health. She helped prove that lead in gasoline is bad for us, and more recently connected mercury and malaria, for which the MacArthur Foundation awarded her a genius grant.

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Did DDT work in South America when they were trying to eradicate malaria and yellow fever? Yes, it did.  Do I personally think it’s the answer? No, I don’t. First, I think the environmental costs are real for DDT. Secondly, those programs that utilize DDT went on for years, were incredibly expensive and required the cooperation of many countries. The reason it fell apart was because it was too expensive to continue, and you were relying on your neighbor to be a good neighbor. I think that we can do better, and hopefully at a lower environmental cost.

Anna Durbin, MD, an associate professor in International Health, recently led a dengue vaccine trial at the Center for Immunization Research showing it protected 100 percent of human volunteers from dengue challenge.

PAHO/WHO

La iniciativa impulsada por la OPS promueve acciones de sensibilización y movilización social para intensificar las acciones de eliminación de criaderos del Aedes y medidas de protección personal para evitar picaduras y prevenir dengue, chikungunya y zika

Washington, DC, 23 de agosto de 2016 (OPS/OMS).-

El Salvador y Panamá son los dos países de América Latina que inician la Semana de Acción contra los Mosquitos, una iniciativa impulsada por la Organización Panamericana de la Salud (OPS) con el fin de sensibilizar a la población y promover acciones para combatir al Aedes aegypti y prevenir las enfermedades que transmite, como el dengue, la chikungunya y el zika. A estos países, les seguirán Costa Rica, Honduras, Argentina, Uruguay y Chile.

“A medida que se acerca la temporada de lluvias en diversos países, las familias deben prepararse para intensificar las acciones de control de los criaderos de mosquitos y para ello deben conocer muy bien esas acciones y hacerlas en sus casas y alrededores”, dijo Haroldo Bezerra, asesor regional en Entomología en Salud Pública de la OPS. “La Semana de Acción contra los Mosquitos busca llevar ese mensaje, pero en esa tarea también deben involucrarse otras instituciones gubernamentales además de Salud, las agencias de cooperación, el sector privado, la sociedad civil y la comunidad”, agregó Bezerra.

Este año, y en el contexto del brote por el virus del Zika que afecta a la región de las Américas, el eje de la campaña, que se realiza por primera vez en América Latina, está puesto en la eliminación de los criaderos del mosquito y en las medidas de protección personal contra esta enfermedad, especialmente para las mujeres embarazadas.

La Semana de Acción contra los Mosquitos se realizó en mayo pasado en países del Caribe bajo el nombre Mosquito Awareness Week, organizada por la OPS junto a la Agencia de Salud Pública  del Caribe (CARPHA, por sus siglas en inglés) y la Comunidad del Caribe (CARICOM).

Ejemplo de semana de acción contra los mosquitos

Ahora, países de Centro y Suramérica, como El Salvador y Panamá, comenzaron a celebrarla y otros prevén sumarse hasta octubre. Durante siete días, se realizarán eventos públicos liderados por las autoridades de Salud y otras carteras de gobierno, además de talleres para promotores de salud voluntarios, ferias comunitarias, actividades con organizaciones civiles y estudiantes, entre otros.

El 1 de febrero de 2016, la Organización Mundial de la Salud (OMS) anunció una emergencia de salud pública de importancia internacional, tras el aumento de malformaciones neonatales y trastornos neurológicos asociados con la circulación del zika. Actualmente, 45 países y territorios de las Américas confirmaron casos autóctonos por transmisión vectorial del virus.

El dengue, que es endémico en la región, ha afectado a más 1,7 millones de personas en lo que va del 2016 en las Américas, mientras que de chikungunya se han registrado 67.467 casos.

La manera más efectiva de proteger a las personas de estas enfermedades es mediante la eliminación de los recipientes u objetos donde los mosquitos pueden reproducirse en y alrededor de las casas, lugares de trabajo, escuelas y en la comunidad. Cubrir los tanques de agua, eliminar las fuentes de agua estancada y tomar medidas de protección personal para protegerse de las picaduras, son otras de las medidas que pueden tomarse para prevenir el dengue, chikungunya y zika.

Las embarazadas o las mujeres que desean embarazarse deben tomar precauciones adicionales para evitar las picaduras, por los efectos que el virus del zika podría causar sobre el bebé, y contar con la ayuda de familiares, amigos y vecinos para destruir los lugares de reproducción de los mosquitos.

La Organización Panamericana de la Salud apoya a los ministerios de Salud en la identificación de mecanismos de coordinación interna y externa para brindar a la población información oportuna, transparente y basada en evidencia que le permita tomar acciones para evitar las enfermedades transmitidas por vectores. Además colabora con los países en la elaboración de sus estrategias y planes operativos de comunicación de riesgos que contemplen posibles amenazas a la salud de la población.

Díaz Moreno A., Ibarra Flores J. y Nájera Peña C.
Alumnos de la materia de Entomología Médica y Ágricola, Facultad de Ciencias Biológicas. Universidad Autónoma de Nuevo León.

Introducción

Es muy posible que los insectos formaran parte de la dieta alimenticia humana desde épocas remotas, antes de que se desarrollaran herramientas para la caza y la agricultura. Muchas de las costumbres y prácticas culinarias relativas a la entomofagia han perdurado en el tiempo y han pasado a nuestros días, formando lo que se denomina “entomofagia tradicional.1

“La entomofagia es el consumo de insectos por los seres humanos”  FAO.

La ingesta de insectos es un hábito que siempre ha estado presente en la conducta alimentaria de los seres humanos, complementando la dieta de aproximadamente 2.000 millones de personas 2.

La entomofagia se practica en diversos países de todo el mundo, principalmente en regiones de Asia, África y América Latina. “Sin embargo, hasta hace poco la entomofagia no había captado la atención de los medios de comunicación, las instituciones de investigación, los chefs y otros miembros de la industria alimentaria, los legisladores y demás organismos que se ocupan de la alimentación humana y animal”2.  

Tribute Province of Axocopan
Fuente: Harris 2002.

Nutrición.

La entomofagia procura principalmente proteínas. Las concentraciones de proteínas pueden crecer una vez que el insecto se haya preservado seco pudiendo llegar a un 60%. Además los insectos pueden aportar a la dieta humana vitaminas minerales y grasas 3.

Contenido Nutrimental de Hamburgesas y Varios Insectos
Chapulines
Abejas

Ventajas y desventajas de su consumo.

 VentajasDesventajas  
 Insectos son fáciles de localizar, recolectar y almacenar.La calidad de las proteínas es mayor a la en la carne.  
 Su digestibilidad es elevada.Pueden tener un aspecto desagradable.  
 No pierden su valor nutritivo. 

Beneficios para la salud

“El contenido nutricional de los insectos depende de su etapa de vida (etapa metamórfica), su hábitat y su dieta. No obstante, se acepta ampliamente que:

  • Los insectos proporcionan proteínas y nutrientes de alta calidad en comparación con la carne y el pescado.

Los insectos son especialmente importantes como complemento alimenticio para los niños desnutridos porque la mayor parte de las especies de insectos contienen niveles elevados de ácidos grasos (comparables con el pescado). También son ricos en fibra y micronutrientes como cobre, hierro, magnesio, fósforo, manganeso, selenio y cinc.

  • Los insectos plantean un riesgo reducido de transmisión de enfermedades

zoonóticas (enfermedades que se transmiten de los animales a los humanos) como la H1N1 (gripe aviar) y la EEB (enfermedad de las vacas locas” 2.

Países con mayor consumo de insectos.

Destacan: China, Tailandia, India, Japón, México, Uruguay, Chile, España, Marruecos, Egipto, Sudáfrica.

Mapa Mundi
Fuente: Defoliart, 2000.

Las culturas culinarias sobre la tierra consumen sobre todo: saltamontes, grillos, larvas y otros artrópodos como alacranes y arañas 4.

Gastronomía en México.

En México se ha comenzado a realizar estudios relacionados con la cultura culinaria a partir de insectos. En lugares que eran considerados de mala alimentación, bajo la premisa de que los pobladores los consumían como último recurso, obteniendo como resultado final que la gente los consume por gusto, por tradición, es decir heredada de padres a hijos, con el ejemplo, por su abundancia y porque los califican de limpios, sabrosos y nutritivos.

Identificados como alimento energético, las hormigas y las avispas están a la venta en mercados tradicionales de los estados de Zacatecas, Michoacán, Hidalgo, Veracruz, Puebla, México y Oaxaca. La miel y los nutrientes que algunos insectos almacenan son aprovechados por los indígenas; los comen como postre, molidos para salsa, en tortilla o los guardan en jarros para tratar enfermedades respiratorias 5.

Gastronomía Mexicana
Fuente: López Riquelme, 2011.

Entre los principales insectos que se consumen actualmente:

Gusano de maguey

Son larvas de mariposa que se crían en las hojas, pencas y raíces del maguey. Es de color blanco, y se come frito.

Se pueden guisar en aceite hasta quedar dorados, comerse solos o en tortillas, comúnmente acompañados con salsa de chile y guacamole6.

Gusano de maguey
Fuente: ntrzacatecas.com

La forma tradicional de comer este platillo es en taco7.

Gusano de maguey
Fuente: Diario del viajero.

Escarabajos comestibles

De las 35,500 especies descritas de escarabajos en México, se considera que sólo 88 especies son comestibles, especialmente en sus formas larvarias, con nombres comunes tales como “gusanos de los palos” o “escarabajos rinocerontes”3. Algunos acostumbran a comerlos asados, por su alto poder alimenticio además de la gran cantidad de grasa que contienen6.

Escarabajos Comestibles
Fuente: wp.radioshiga.com

Son considerados como manjar en estados como Veracruz, Hidalgo, Tabasco. Antes de ingerirlos, los asan, y se sazonan solamente con limón y sal9.

Escarabajos Comestibles
Fuente: www.bigstockphoto.mx

Chapulín

Algunas especies de chapulines son criadas de forma única para su consumo. Tienen un alto contenido proteico además de nutricional y por su exótico sabor se han elaborado platillos y también productos comestibles a base de ellos, como sazonadores.

Chapulines
Fuente: www.raicesdemexico.com

Los chapulines se asan y su sabor es acompañado simplemente con sal y limón, pero también se puede agregar una porción de guacamole al platillo. También son agregados a las quesadillas hasta estar crujientes, cuyo sabor en conjunto con el queso, lechuga, guacamole, salsa y unas gotas de limón crea una mezcla exótica para el paladar10.

Chapulines
Fuente: morelostravel.com

Entomofagia no intencional

Debido a la imposibilidad de eliminar de forma radical todas las pestes de insectos en la cadena de alimentación humana, los insectos están presentes de alguna forma en algunos alimentos, especialmente en los granos de cereales 11.

Algunas de las variedades de arroz suelen incluir numerosos insectos entre sus granos (Sitophilus oryzae) y las autoridades consideran que es una importante fuente de vitaminas11.

Sitophilus Oryzae
Fuente: Menzel, 2014.

Literatura consultada

1. German Octavio Lopez- Riquelme Gastronomía de bichos con muchas patas”. (2011).ISBN 978-607-004475-5. México, DF.

2. http://www.fao.org/docrep/018/i3264s/i3264s00.pdf

3. Juárez, L. 2015. Los chapulines, un gran platillo de gastronomía mexicana. El Souvenir. Consulta, 8/9/2016. https://elsouvenir.com /chapulines-un-gran-platillo-de-la-gastronomia-mexicana/.

4. Anaya, S. Como hojas de animales Rosales Diagnosis de acridoideos (Orthoptera: Acridoidea) que se asocian a áreas agrícolas en la región central de México. Capítulo IX. Consulta, 8/9/2016. http://web.archive.org/ web/20090901101341/http://www.queretaro.gob.mx/sedea/Cesaveq/chapulin.htm

5. www.ecured.cu/Entomofagia.

6. García, H. 1991. Cocina Prehispánica Mexicana: la comida de los antiguos mexicanos. Ed. Panorama. México. Pp. 43.

7. Rodríguez, M. 2011. Qué comer en México: gusanos de maguey. Diario del Viajero. Consulta, 8/9/2016. http://www.diariodelviajero.com/america/que-comer-en-mexico-gusanos-de-maguey

8. Robles, F. 2006. Los insectos comestibles, sinónimo de proteínas que pocos se atreven a comer. La Jornada de Oriente.

9. Paulo Rodrigues. 2016. Comida prehispánica mexicana: insectos. Radioshiga. Consulta, 8/9/2016. http://wp.radioshiga.com/comer-insetos-parece-estranho/.

10. Capinera, John L. (2004). Encyclopedia of Entomology. Kluwer Academic Publishers. ISBN 0-7923-8670-1.

11. DeFoliart, G. 1989. The human use of insects as food and animal feed. Bulletin of the Entomological Society of America 35: 22–35.

Abiel Gerardo Torres Cortes, Brandon Octavio Esparza Tamez, Cristian Aimeé González Luna, y Raúl Torres Zapata.

RESUMEN

En este artículo de divulgación se abordan aspectos sobre las principales plagas de insectos de granos almacenados enfatizando en las plagas más importantes, sus daños, tipos de plagas, comportamiento, factores que afectan su desarrollo y el deterioro en los granos y semillas almacenados. Además se comentan algunas estrategias que deben considerarse para prevenir y reducir los daños a los productos en post-cosecha. Con ello, se pretende motivar al público lector, estudiantes, técnicos en almacenamiento de granos y otros a estimular su interés sobre el tema, para que esta información sirva de soporte y guía para el manejo de plagas en sus áreas de desarrollo. Las características morfológicas se describen brevemente, pero se orienta a los interesados en el tema a consultar algunas las fuentes aquí citadas.      Palabras clave: plagas, granos, almacenados.

Introducción

Hay más de 300 especies de plagas de insectos asociadas con granos almacenados y sus productos, sin embargo, desde la óptica de la importancia económica, unas 15 especies cosmopolitas son importantes (Tabla 1), 50 de importancia secundaria y 250 de interés ocasional (9). En México se estima que se pierde entre el 5% y 25% por año, de la producción de los cereales básicos del país a causa de estas y otras plagas en post-cosecha (9, 10). Las pérdidas dependen del tipo de insecto, de su densidad y de la calidad de los granos al entrar al depósito. Pero muchos otros factores afectan (2, 10, 11). Sauer 1992, resume dichos daños como sigue:

  •  consumen gran parte del grano;
  •  lo dañan selectivamente, algunos prefieren el embrión y endospermo;
  •  afectan su valor económico debido a que afectan su calidad;
  •  alteran al medio ambiente y favorecen el desarrollo de hongos y bacterias, los primeros producen micotoxinas;
  •   contaminan el grano y sus productos con sus cuerpos, exuvias y otros productos (11).

¿Cómo llegan las plagas de insectos y a los granos almacenados?

Estas plagas se originan en tres sitios: a) desde el campo, antes de la cosecha; b); por vuelo directo a los depósitos, desde el exterior c); desde lotes infestados que se guardan en el almacén, de los residuos de granos no desinfestados, y desde rendijas y grietas (1).

Algunas de las principales plagas de los granos almacenados de importancia económica

“Conocer al enemigo” es uno de los aspectos clave para reducir la perdidas de los granos, prevenir el deterioro y evitar la contaminación por la plagas de granos (11).

La tabla 1, muestra ejemplos de plagas primarias y secundarias de algunas de ellas. Básicamente, dichas especies son de los Ordenes Coleóptera (escarabajos) y Lepidóptera (palomillas o polillas). En el Coleóptera, la larva y adulto dañan el grano porque ambos tienen mandíbulas, las cuales faltan en los adultos de los lepidópteros, por lo que en éstos solo la larva se alimenta.

Las plagas de insectos de granos almacenados son agrupadas en base su capacidad para causar daño, como: a) Plagas mayores, b) Plagas menores c) y d) Plagas incidentales y e) Parásitos-depredadores. Además, plagas primarias y secundarias; y plagas de infestadores internos y externos (11).

Tabla 1. Especies de plagas de granos almacenados

Plaga primariasPlagas secundarias
Gorgojo del trigo, Sitophilus granarius (L.)Gorgojos confuso y castaño de la harina, Tribolium spp
Gorgojo del arroz, S. oryzae (L.)Gorgojo del pan, Stegobium panaceum L.
Gorgojo del maíz, S. zeamais (L.)Escarabajo del cigarro Lasioderma sericorne F.
Barrenador mayor de los granos, Prostephanus truncatus (H)Polilla de la harina, Pyralis farinais L.
Barrenillo menor de los granos, Rhyzopertha dominica (F)Escarabajo dentado, Oryzaephilus surinamensis (L)
Palomilla dorada de los granos, Sitotroga cerealella (O.)Escarabajos planos de la harina, Cryptolestes spp.
Escarabajo del frijol, Acanthoscelides obtectus SayPalomilla del mediterráneo, Anagasta kuehniella (Zeller)
Gorgojo pinto del frijol, Spermophagus pectoralis, S.Palomilla de la india, Plodia interpunctella (H.)

Plagas de infestación primaria.- Así llamadas porque inicia el ataque al grano, por ejemplo los coleópteros, gorgojos de los granos, Sitophilus spp; barrenadores, Prostephanus truncatus (H) y Rhyzoperta dominica (L.) entre otros, son ejemplo de estas plagas.  De los lepidópteros, destaca la polilla dorada de los granos, Sitotroga cerealella, que al igual que los Sitophilus pp, es considerada una de las más destructivas de granos del mundo (6, 9 y 11).

Los barrenadores o plagas internas, son también infestadores primarios. En cuanto a las plagas de infestación secundaria, incapaces de iniciar el ataque en granos frescos y enteros, los escarabajos castaño y confuso de las harinas, Tribolim castaneum y T. confusum, respectivamente, son ejemplos clásicos de estas plagas (Tabla 1). Ellas atacan granos dañados por insectos de infestación primaria, rotos, productos, subproductos de la molienda y procesados (4). Plagas mayores.-Son las más severas y de fácil adaptación, como Sitotroga cerealellaTribolium spp, Cryptolestes spp, pero pueden ser primarias o secundarias.

Plagas menores.- Son de menor severidad, como Ashasverus advenaTyphaea stercorea, etc. Los infestadores internos.-Son las que pasan parte o toda su vida dentro del grano (Tabla 2).  

Picudo de los granos, Sitophilus Oryzae
Fig. 1. Picudo de los granos, Sitophilus oryzae (L.).
Fuente: https://en.wikipedia.org/wiki/Rice_weevil

Mientras que los infestadores externos, viven fuera del grano casi todo su desarrollo, como el escarabajo de la harina Tribolium spp, la palomilla del mediterráneo, Ephestia kuehniella; la palomilla de la India, Plodia Interpunctella; el escarabajo dentado de la harina, Oryzaephilus surimnamensis y O. mercator y otras,las cuales en general son también plagas secundarias (Taba 1)(11).

Las especies antes mencionadas, son algunos de los principales ejemplos de las plagas de insectos que producen deterioro en granos y sus productos en post-cosecha.

Tabla 2. Características de las principales plagas internas de insectos adultas de granos almacenados

INSECTOSDESCRIPCION
Sitophilus oryzae  y S. zeamaisLargo pico o «rostro» (las 3 spp); 3-4.5 mm de longitud, pardo oscuro, con 4 manchas claras en los élitros y hoyuelos circulares sobre el pronoto (Figs. (1).  Dañan maíz, arroz, sorgo, trigo (6,11)
S. granariusSimilar a los anteriores, con hoyuelos elípticos, sin manchas en los élitros.  P. trigo.
Sitotroga cerealellaDe 5-8 mm de largo; color café; alas angostas de extremos agudos, pelos largos en el margen posterior, con 1 o 2 puntos oscuros en las alas anteriores. Prefiere trigo (Fig. 2).(4,5,11)
Rhyzoperta dominicaCerca de 3 mm de largo; cilíndrico, cabeza con crestas y rugosa oculta bajo el tórax; color café oscuro, antena con tres segmentos terminales en mazo) (Fig. 4).  P. trigo (5,6,9)
Prostephanus truncatusParecido al barrenillo menor, pero de mayor tamaño, cerca de 3-4 mm de largo y extremo posterior del abdomen truncado (visto de arriba) (Fig.3). Prefiere maíz  (9,11)
Acanthoscelides obtectusCuerpo algo triangular, 3.5-4 mm de largo; con manchas contrastantes y pelo denso; élitros cortos; un diente grande y dos pequeños sobre el fémur posterior antenas aserradas (Fig. 6). P. legumbres

¿Cómo se clasifican e identifican las plagas de productos almacenados?

Las plagas de granos se identifican por su morfología (tipos y formas de patas, antenas u otros rasgos); por el lugar de colecta, substrato o alimento y su genética. La clasificación taxonómica es la base del ordenamiento sistematizado que facilita el reconocimiento de las diferentes especies de granos almacenados.

Tabla 3. Insectos infestadores externos de los granos

PlagaDescripcion
Tribolium castaneum y T. confusumDe 3-3.5 mm de largo; lados paralelos, cuerpo café a café rojizo, plano brillante, los 3 segmentos distales de la maza antenal son iguales entre sí en T. castaneum y diferentes en T. confusum. (Fig.) (7).También difiere la distancia entre los ojos.
Oryzaephylus surinamensis , O. mercaptorDe 2.5-3.5 de largo, café rojizo a oscuro, aplanados, antena clavada; 6 dientes a cada lado del tórax (Fig.5). Difieren en forma de la cien y diámetro de los ojos. P. harinas (6,9)
Ephestia kuhniellaPalomilla color gris palido, alas anchas, las anteriores grises con bandas transversas en zig-zag, las posteriores mas claras; mide 2-2.5 mm de largo. Prefiere harinas.
Cryptolestes ferrugineus, C. pusilus y C. turciusDe 1.5-2 mm, aplanados, brillantes, rojo oscuros; difieren en lo largo de sus antenas filiformes y en la simetria del pronotum. Dificil su identificacion, sin experiencia (Fig. Prefieren harinas (6,11).

Sitotroga Cerealella
Fig.2. Sitotroga cerealella (Olivier)
Fuente: http://agspsrv34.agric.wa.gov.au/ento/pestweb/Query1_1.idc?ID=-667089907.

Las categorías taxonómicas más usados son: FiloClaseOrdenFamiliaGénero y especie. Los Ordenes Coleóptera y Lepidóptera son los más importantes en plagas de granos en almacén; hay cerca de 18 o más familias de en dichos ordenes, entre las que destacan, (Curculionidae, Bostrichidae, Gelechidae, Bruchidae, Tenebrionidae, Pyralidae, Silvanidae y Acaridae) entre otras (9,11).

Pero el género y la especie, son la base de referencia, por ejemplo, Sitophilus oryzaePlodia interpuctella, etc. (9,11). Sin embargo, en el lenguaje común de técnicos y manejadores de grano, los nombres comunes son los más usados, aunque pueden variar de región a región (11).

Barenillo mayor de los granos
Fig. 3. Barrenillo mayor de los granos, Prostephanus truncatus (H.).
Fuente: http://www.tecnigran.com.br/index.php/pragas/item/278-prostephanus-truncatus-nao-existe-no-brasil.

Para una correcta identificación, conviene auxiliarse con especialistas en el tema, con las colecciones de referencia, claves y descripciones (5) de varias fuentes (imágenes de internet, libros, revistas etc.) por ejemplo, con los libros, 4, 5, 7 y 10; referidos en esta bibliografía.

Barrenillo menor de los granos
Fig. 4. Barrenillo menor de los granos, Rhyzopertha dominica.
Fuente: https://en.wikipedia.org/wiki/Rhyzopertha

Escarabajo del frijol
Fig.6. Escarabajo del frijol, Acanthoscelides obtectus Say. Larva y adulto.
Fuente: http://www.biopraticci.com.br/praga-de-graos/acanthoscelides-obtectus/

Escarabajo de la harina 
Fig.7. Escarabajo de la harina, Tribolim ssp.
Fuente: http://www.biopraticci.com.br/praga-de-graos/tribolium-castaneum/

La identificación de las larvas a nivel género y especie o incluso a familia es más complicado que de los adultos. Las cerdas, estructuras de las patas falsas y espiráculos son usados para su identificación (4). En general, las larvas de los coleópteros y lepidópteros tienen aspecto de gusano y pueden tener o no patas, cuerpo suave y cilíndrico de color claro. Las de las palomillas poseen patas torácicas y patas abdominales, mientras que en los coleópteros, algunas larvas son apodas (sin patas) y otras tienen únicamente patas torácicas.

¿Qué factores determinan el daño de los granos por las plagas de insectos y ácaros?

La ecología, tipo del almacén, la región, condición del grano, tiempo de almacenamiento (9), rasgos biológicos, físicos y las características comunes de estas plagas (pequeño tamaño, preferencia de sitios oscuros, corto periodo de desarrollo y su alto potencial de reproducción) (10,11); condición del grano (sucios, rotos y con daños previos, etc.) más susceptibles a las plagas secundarias; factores ambientales de temperatura y humedad, aunque son decisivos en el desarrollo de la plaga, cada una responde a diferentes porcentajes, en el caso de la humedad del grano, niveles menores al 9% frenan el desarrollo de casi cualquiera de estas plagas (9). Por lo que considerar todos estos factores es crucial en la prevención y control de las plagas (9,10 y 11). La distribución, número y tipo de plaga en cada región, obedece en parte a dichos factores (5,8).

Escarabajo dentado de los granos
Fig. 5. Escarabajo dentado de los granos, Oryzaephilus surinamensis (L.), adulto y larva.
Fuente: http://pestcontrolcanada.com/pantry-pests-2/

¿Cuándo a un insecto se le considera una plaga?

Los insectos se convierten en plagas cuando el tamaño de la población o los daños que causan, o ambos, exceden los valores normales. A estos límites se les conoce como umbral de daño económico (UDE), cuyo nivel indica el riesgo de pérdida para las cosechas y la inversión del agricultor (7). 

¿Cómo se recomienda el almacenamiento de los granos en forma segura?

Básicamente hay que controlar los factores de deterioro al grano, como (condición del grano, que este sano, limpio y seco), buen estado del almacén, pero de preferencia la temperatura y humedad; limpieza, residuos, exclusión de la plaga y forma de guardarlo a granel o en sacos (9, 10).

CONCLUSIONES

  1. Los tipos de daños por estas plagas son: a) las pérdidas de granos en post-cosecha, entre 5 al 25% (9.10); b) el deterioro de calidad del grano; c) la modificación del ambiente favorece a los hongos y bacterias; y d) contaminan los alimentos con sus exuvia, sus restos y excrementos (11).
  2. El origen de las infestaciones se inicia en el campo y por desplazamiento de las plagas desde los sitios infestados (residuos y lotes de grano dentro y fuera del almacén) (1).
  3. Convencionalmente, los insectos y ácaros se agrupan como: plagas mayores, menores, incidentales y parásitos y depredadores. Además, se nombran plagas primarias y secundarias; e infestadores internos y externos.
  4. Su clasificación se base en categorías taxonómicas como:Phillum Clase, Orden, Familia, Géneroy especie. Los Ordenes de Coleóptera y Lepidóptera incluyen casi todas las plagas de granos almacenados, más de 15 familias y muchos más géneros (Tablas, 1, 2 y 3) (5, 6, 9, 11).

BIBLIOGRAFÍA

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