Zoonosis.

Las enfermedades zoonóticas son aquellas que son transmitidas de los animales al hombre. El término zoonosis viene del griego zoon (animal) y nosos (enfermedad) y el término fue acuñado por Rudolf Virchow en el siglo XIX. La organización mundial de la salud (OMS), en 1959; definió la zoonosis como aquellas enfermedades e infecciones transmisibles de un modo natural de los animales vertebrados al hombre y viceversa, actualmente el término es definido como una enfermedad humana transmitida por medio de animales. La importancia de las zoonosis está relacionada por su gravedad desde el punto de vista sanitario, ya que puede ser muy diversa, según el agente causal, pudiendo ser benignas, graves e incluso mortales. Algunas de estas enfermedades producen sintomatología similar, tal es el caso que se presenta entre las enfermedades del dengue, chikungunya, ricketsiosis y tripanosomiasis americana. Debido a que las zoonosis se pueden transmitir de animales silvestres y domésticos a los seres humanos, constituyen una amenaza a la salud pública. Las estrategias de prevención y control para esta problemática, deberán ser innovadoras y requerirán los esfuerzos combinados de diversos campos. Será necesaria una colaboración estrecha entre los veterinarios, biólogos,  médicos y profesionales de la salud pública. En el ámbito de la salud individual, la evaluación  del potencial de transmisión de enfermedades zoonóticas de los animales a los seres humanos debe incluir la participación coordinada de médicos y veterinarios, en especial para los pacientes con alto riesgo, como los que están inmunocomprometidos. En la salud poblacional, la evaluación del riesgo de enfermedades zoonóticas deberá incluir no solo la vigilancia epidemiológica en los humanos sino también sistemas de vigilancia que incluyan la fauna silvestre y doméstica, lo que permitirá conducir medidas de control más eficaces y eficientes. Además, es imperativo establecer una buena comunicación de todos los profesionales involucrados con los ciudadanos para lograr la prevención y control de la zoonosis. Finalmente, es necesario enfatizar la importancia de la investigación científica, en particular la relacionada con medicina comparativa para comprender mejor los agentes y sus mecanismos. La información validada científicamente es indispensable para diseñar políticas públicas y programas efectivos para la prevención y control de estas enfermedades.

Dr. Jesús Zacarías Villarreal Pérez

Secretario de Salud del Estado de Nuevo León, México.

Carlos J. Finlay Barrés (1833-1915).

El médico cubano Carlos J. Finlay descubrió a finales del siglo XIX que el mosquito Aedes Aegypti era el trasmisor de la fiebre amarilla. Con este hallazgo, el Dr. Finlay ayudó a salvar millones de vidas en todo el mundo.

Médico y biólogo cubano. Estudió en Estados Unidos, graduándose en 1855 por el Jefferson Medical College de Filadelfia, para volver después a Cuba. Ya en 1868 propuso la adopción de medidas profilácticas y sanitarias durante una epidemia de cólera, sin mucho éxito. Sin embargo, su principal trabajo consistió en dilucidar cómo se producía la transmisión de la fiebre amarilla por los mosquitos. Concluyó que entre un sujeto infectado y otro sano, había un agente independiente que transmitía la enfermedad. Católico practicante, le confió a un sacerdote que una noche mientras rezaba el rosario, le llamó la atención un mosquito zumbando a su alrededor. Entonces, dijo, se le ocurrió investigar a los mosquitos.

Se estima que son entre 600 y 700 las variedades de mosquitos. Con sus modestos medios, él las sometió a prueba y fue capaz de identificar al Culex o Aedes aegypti (se le aplican también otros nombres). Más aun, descubrió que era la hembra, ya fecundada de esa especie, la que transmitía la enfermedad.

Sin nombrar al insecto porque aún no había realizado las pruebas, habló de su hipótesis de un agente transmisor en la Conferencia Internacional de Sanidad, celebrada en Washington D.C. el 18 de febrero de 1881. Su declaración fue recibida fríamente. Nadie formuló una sola pregunta.

De regreso a Cuba, en junio de 1881, hizo que un mosquito Culex hembra, infectado, picase a un voluntario sano, apto para reproducir experimentalmente la enfermedad. Repitió la experiencia en otros 4 casos, todos enfermaron aunque él, conociendo cuáles eran las etapas más y menos peligrosas, tuvo la precaución de no provocar casos en los que la vida de los sujetos corriera peligro. Por el contrario, descubrió también que el individuo picado una vez por un mosquito infectado, quedaba inmunizado contra futuros ataques.

De allí nació la sueroterapia de la fiebre amarilla: inyecciones subcutáneas de suero de individuos inmunizados. El 14 de agosto de ese año, ya comprobada su hipótesis, presentó ante la Academia de Ciencias Médicas de La Habana, su trabajo “El mosquito hipotéticamente considerado como agente transmisor de la fiebre amarilla”.

Posteriormente en Cuba, junto a William Gorgas, llevó a cabo la erradicación de la plaga en la isla y luego en Panamá, lo que facilitó la construcción del canal. Cuando ya por su edad, casi setenta años, parecía imposible esperar más de la actividad creadora del sabio, comienza el doctor Finlay a desarrollar como higienista social una labor de extraordinaria importancia al fundar, organizar y dirigir el naciente sistema sanitario estatal cubano. En 1902, al proclamarse la república de Cuba, Finlay fue nombrado jefe de la Delegación de Cuba, cargo que ocupó hasta 1909, junto al doctor Juan Guiteras Gener (1852-1925), fue de los fundadores de la Oficina Sanitaria Internacional de las Repúblicas de América, en la actualidad, Organización Panamericana de la Salud (OPS), en 1907 se crea el Departamento Nacional de Sanidad, nombrándose al frente de su dirección también al doctor Finlay, en el año 1909 se retiró. Después de su muerte, el gobierno cubano creó en su honor el Instituto de investigación en Medicina Tropical, y el día 3 de diciembre, aniversario de su cumpleaños, se celebra en toda América el “Día de la medicina americana”.

Durante los seis años y medio de dirección nacional sanitaria del doctor Finlay, se estableció el Reglamento de Sanidad Marítima, se logró el control de la epidemia de peste bubónica que nos llegó de Veracruz (México), se completó la erradicación definitiva de la fiebre amarilla del país, se implantó nuevamente la vacunación preventiva contra la viruela, se pudo bajar la mortalidad por tétanos neonatal al ponerse en práctica una medida recomendada por el propio Finlay como investigador y se emprendió una campaña contra el paludismo con las limitaciones de sus pobres recursos.

Autores:

Hernández Castillo C. y Ramírez Plascencia M. Universidad Autónoma de Nuevo León. Facultad de Ciencias Biológicas. Materia Entomología Médica y Agrícola. San Nicolás de los Garza. Nuevo León.

Commemorative postage stamp issued by Cuba in honor of Carlos Juan Finlay, 1933. http://jeffline.jefferson.edu/sml/archives/exhibits/notable_alumni/juan_carlos_finlay.html

Resumen

Transmitido a seres humanos por la picadura de dos tipos de mosquitos principalmente, Aedes aegypti y Aedes albopictus, el virus de Chikungunya se ha convertido en una nueva amenaza para todos los países, teniendo un impacto tanto social como económico en las regiones afectadas. Desde la aparición del primer brote del virus en el año de 1952 en el sur de Tanzania, durante la última década, la infección por Chikungunya ha aparecido cada vez más frecuentemente, llegando a América a finales del 2013. La semejanza de los síntomas que presenta el virus de Chikungunya, con los síntomas del dengue, ha traído dificultades en su diagnóstico y tratamiento. La única defensa contra la enfermedad se encuentra en el control del mosquito y en evitar picaduras de estos en países endémicos. Nuevas estrategias sin duda tendrán que surgir para poder combatir a este nuevo enemigo. Los propósitos de este artículo, son el de informar a la población acerca del virus y crear una conciencia de prevención contra el mosquito.

Palabras clave: Virus de Chikungunya, vector, síntomas Chikungunya, distribución geográfica.

Introducción

La infección por el virus de Chikungunya es una enfermedad provocada por un virus de RNA del género alfavirus, familia Togaviridae, transmitido a seres humanos por la picadura de dos tipos de mosquitos, Aedes aegypti y Aedes albopictus. Desde la aparición del primer brote del virus en el año de 1952 en el sur de Tanzanía, durante la última década, la infección por Chikungunya ha aparecido cada vez más frecuentemente, llegando a América a finales del 2013. Chikungunya, que en el idioma Kimakonde significa “doblarse o que te dobla”, haciendo referencia a la apariencia encorvada de las personas infectadas por el virus, presenta síntomas parecidos a los de la gripe, acompañados de erupciones y dolor articular que puede durar por largo tiempo aún después de haber salido de la infección. Las similitudes que presenta el virus con los síntomas del dengue, ha traído dificultades en el diagnóstico y tratamiento de este. La prevención contra la enfermedad se basa únicamente en el control del mosquito y en evitar picaduras de estos en países endémicos.

Vectores de transmisión

Aedes aegypti y Aedes albopictus son los responsables de la transmisión urbana del virus de Chikungunya, al igual que del virus, causante de la fiebre amarilla transmitido por Aedes aegypti, y del virus del dengue, cuyos vectores pueden ser ambos mosquitos, pero A. albopictus con menor capacidad. El ciclo de vida del mosquito empieza con la alimentación de la hembra con sangre, después esta ovipone de 50 a 200 huevos en lugares con agua. Dichos huevos, pueden soportar hasta 1 año de desecación si las condiciones en su medio no son óptimas para pasar a su estado larvario. Una vez en estado larvario, existen 4 estadíos por las que pasa la larva, con un tiempo medio de 48 horas entre cada uno, siendo la última fase acuática la pupa. Después de aproximadamente una semana, el mosquito adulto emerge del agua (Figura 1). Aedes aegypti se encuentra principalmente en áreas urbanas, con o sin vegetación. Este mosquito pica, descansa, y ovipone dentro y fuera de las casas. A. aegypti prefiere alimentarse de sangre humana más que de cualquier otro mamífero. Por su parte el Aedes albopictus, se encuentra principalmente en áreas con matorrales y una gran vegetación, por esta razón es más común llegar a ser picado por estos en espacios abiertos, y regularmente por la tarde⁽³⁾.

Transmisión

A finales de 2013, el virus de Chikungunya llega a América, logrando de esta manera establecerse en casi todos los continentes del planeta. Existe evidencia histórica que Chikungunya se originó en África y posteriormente se propagó a Asia⁽⁹⁾. Estudios filogenéticos realizados en mosquitos colectados en África y el Sudeste de Asia apoyan dicha teoría, debido a la obtención de tres genotipos distintos del virus provenientes del Oeste de África, Centro y Este de África, y Asia⁽¹⁵⁾. La conservación y la transmisión del virus de Chikungunya difiere de población a población. Por ejemplo, en Asia el virus es conservado en un ciclo humano-mosquito-humano mientras en África el virus es conservado en un ciclo selvático, envolviendo a especies primates salvajes (además de otros animales), y mosquitos Aedes que habitan en la selva^{(13, 6)}. Aunque Ae. aegypti y Ae. Albopictus son los principales vectores de Chikungunya en la mayor parte de las regiones del mundo, no son las únicas especies del género transmisoras del virus, existen otras especies selváticas de Aedes de las cuales el virus  ha sido aislado también, como Ae. africanus y Ae. furcifer-taylaroi, además de otros géneros de mosquitos como Mansonia, Culex y Anopheles^{(6, 16)}. Sin embargo, más investigación es necesaria para definir la capacidad vectora de Culex y Anopheles,ya que sólo unos pocos casos aislados fueron reportados y pruebas experimentales de transmisión del virus resultaron negativas^{(19, 16)}. Otro punto a resaltar es que, a diferencia del virus del dengue, no existe evidencia de una transmisión transovarial entre mosquitos portadores del virus de Chikungunya. Por otro lado, hay casos bien documentados de una trasmisión vertical madre-feto en mujeres embarazadas infectadas con el virus ⁽¹⁸⁾.

Distribución geográfica

Después del primer brote de Chikungunya en el año de 1952, brotes esporádicos siguieron ocurriendo aunque con muy poca actividad reportada después de mediados de los años 80s.  Sin embargo, un brote en el 2004 originado en la costa de Kenia logró propagar el virus a Comoros, La Reunión, y varias otras islas del océano Índico en un lapso menor a dos años. De las islas del océano Índico, Chikungunya fue introducido a India, donde en 2006 grandes brotes azotaron la región con más de 1.93 millones de casos reportados para antes de finalizar el año⁽¹⁴⁾.En 2007, probablemente debido a viajeros provenientes de las áreas afectadas, Chikungunya llega al continente europeo con el primer caso autóctono (transmisión humano – mosquito – humano) reportado al norte de Italia^{(17, 4)}, alcanzando fama internacional y confirmando de esta manera que los brotes transmitidos por Ae. albopictus son posibles en Europa. En diciembre de 2013, la Organización Mundial de la Salud reportó las primeras transmisiones locales del virus del Chikungunya en el continente Americano con casos de origen autóctono provenientes de la isla caribeña de St. Martin⁽²⁾. Cerca de 30 países del caribe han sido reportados desde entonces con brotes y transmisiones locales de Chikungunya (Anguila, Antigua, Aruba, Bahamas, Barbados, Islas Vírgenes Británicas, Islas Caimán, Curaçao, Dominica, República Dominicana, Granada, Guadalupe, Haití, Jamaica, Martinica, Puerto Rico, San Bartolomé, San Cristóbal, Santa Lucía, San Martín, San Vicente y las Granadinas, Sint Marteen, Trinidad y Tobago, Islas Turcas y Caicos e Islas Vírgenes). Hasta mayo del presente año, un total de 103,018 casos sospechosos y 4,406 casos confirmados fueron reportados provenientes de estas áreas ⁽¹²⁾. De acuerdo a estos autores, más del 95% de los casos reportados provienen solamente de cinco países: República Dominicana (38.656 casos), Martinica (30.715), Guadalupe (24428), Haití (6318), y San Martín (4113). El 26 de junio del 2014, la Secretaría de Salud confirma el primer caso de Chikungunya en México. Una mujer del Estado de Jalisco que recientemente había viajado a islas caribeñas presentó síntomas del virus. Al tratarse de un caso importado y aislado, México no se considera aún un país con presencia de Chikungunya autóctona (Figura 2), aunque el riesgo de entrada del virus sigue latente debido a la fuerte presencia de éste en países vecinos. El 17 de julio del 2014, solo tres semanas después del caso reportado en Jalisco, Estados Unidos reporta su primer caso autóctono de Chikungunya en el Estado de Florida. Hasta el 19 de agosto del presente, se tienen reportados 4 casos locales del virus, todos en Florida ⁽²⁾.

Diseminación Vírica y Órgano Blancos.

La infección con el virus Chikungunya inicia con la picadura intradérmica de un mosquito portador del virus, entrando al área subcutánea donde inicia su replicación inmediatamente. El virus infecta a las células susceptibles como los macrófagos, fibroblastos y células endoteliales. Estas son transportadas después a órganos secundarios linfoides cerca del sitio de inoculación, donde ahí las células infectadas migratorias reproducen el virus y estos a su vez pueden infectar a células vecinas susceptibles. Aún con una respuesta inmunológica activa local, el virus se disemina rápidamente al torrente sanguíneo. Los virus producidos en los ganglios linfáticos, pasan al sistema linfático para luego llegar de igual forma al torrente sanguíneo. Una vez en la sangre, el virus tiene acceso a diversas partes del cuerpo, incluyendo el hígado, músculos, articulaciones y el cerebro (Figura 3).

Síntomas y diagnostico

El tiempo de incubación del virus es de entre dos y cuatro días pero puede llegar a durar hasta diez días ⁽¹⁰⁾.El virus del Chikungunya puede causar una enfermedad en tres etapas, aguda, subaguda y crónica. Uno de los principales síntomas es la fiebre (mayor a 39°C) la cual dura aproximadamente una semana, esta puede ser continua o intermitente y suele ser acompañada por bradicardia relativa⁽¹⁴⁾. Otros síntomas observados son el dolor muscular y el severo dolor en las articulaciones que normalmente se presenta en áreas pequeñas del cuerpo como manos, pies, muñecas y tobillos, pero pueden verse afectadas las rodillas y los hombros también. Entre el tercer y quinto día, aparecen las erupciones en la piel en el área del tronco y en extremidades, éstas pueden causar picazón. Los niños no son muy propensos al dolor en las articulaciones, en cambio presentan convulsiones febriles, vómitos, dolor abdominal y constipación⁽⁹⁾. Hombres y mujeres de todas las edades pueden ser afectados por el virus, pero en los individuos muy jóvenes, en especial neonatos, y los ancianos son más propensos a desarrollar las formas más graves de la  infección^{(7-9, 21)}. Lamentablemente no existe un tratamiento farmacológico antiviral específico para Chikungunya, lo que se medica es un tratamiento para cada síntoma.

Las pruebas utilizadas para diagnosticar Chikungunya utilizan muestras de sangre o suero y en casos neurológicos líquido cefalorraquídeo, Estas muestras son tomadas durante la primera semana del inicio de los síntomas y son analizadas mediante métodos serológicos (ELISA para detección de IgM e IgG) y virológicos (RT-PCR y aislamiento).

Prevención

La única herramienta que tenemos para prevenir la infección del virus de Chikungunya, es reducir el contacto humano-vector. Por lo tanto es necesario tomar medidas preventivas, como no conservar agua en recipientes para así eliminar la probabilidad de criaderos de mosquitos, tapar tanques de agua de uso doméstico, barrer charcos o aguas estancadas, utilizar mosquiteros en ventanas y puertas, y como última opción el uso de insecticidas⁽²⁾.

Conclusión

Es importante tomar las medidas necesarias para controlar el mosquito, que es la única medida que tenemos para prevenir el virus del Chikungunya. Por esta razón debemos concientizar a la sociedad y difundir el conocimiento que sobre el tema se tiene, para que en colaboración con las autoridades responsables evitemos una epidemia de imprevisibles consecuencias.

Literatura citada

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Resumen

Las feromonas son cada vez más eficientes y no afectan adversamente a enemigos naturales, pueden provocar a largo plazo reducción en las poblaciones de insectos que no se han podido disminuir con insecticidas convencionales. Un clima cambiante con temperaturas estacionales más altas y precipitaciones alteradas hace que el control de insectos nativos e invasivos sea un desafío cada vez más urgente. La intensificación del uso de insecticidas no proporcionará una solución, pero las feromonas y otros semioquímicos se pueden implementar para el desarrollo sostenible y así mejorar la seguridad alimentaria para una población creciente. Aquí, revisaremos lo más importante y generalizado de las feromonas para sus aplicaciones prácticas en el manejo de plagas.

Introducción

Los semioquímicos (del griego semeon, una señal) son productos químicos que sirven de intermediarios en las interacciones entre organismos⁶. Están subdivididos en aleloquímicos y feromonas dependiendo de si las interacciones son interespecíficas o intraespecíficas, respectivamente. Las feromonas son, por tanto, substancias químicas producidas y segregadas al exterior por un individuo, y percibidas olfativamente por otros individuos de su misma especie, en los cuales produce un cambio en el comportamiento o en su proceso de desarrollo¹⁰. Las feromonas se clasifican según la función que realizan o el comportamiento que desencadenan: sexuales, de alarma, de agregación, de marcado, etc., siendo las feromonas sexuales las más utilizadas en el control de plagas⁷.

Varían enormemente entre las especies y a pesar de que son una forma casi omnipresente de la comunicación, la comprensión de cómo ha surgido esta diversidad y los procesos que impulsan la evolución de las feromonas, es menos desarrollada que la de las señales visuales y auditivas¹⁰. Cientos de feromonas y otros semioquímicos se han descubierto y se utilizan para controlar la presencia y abundancia de los insectos¹⁴.

Semioquímicos: Feromonas

Muchos de los comportamientos de los insectos se basan en el sentido del olfato, siendo los semioquímicos especialmente importantes en diferentes situaciones como la alimentación, reproducción, oviposición, peligro, explotación de algún recurso, reconocimiento, etc.^11,15 En los años 50’s cuando las feromonas fueron reconocidas por primera vez, se definieron como las sustancias que son secretadas al exterior por un individuo y recibidas por un segundo individuo de la misma especie en la que se generan una reacción específica⁷. El término se deriva de la palabra griega pherein que significa llevar o transportar y de horman que significa excitar⁴. Son detectables en cantidades extremadamente pequeñas y son producidas por glándulas exócrinas que son modificaciones de células epidermales⁸.

Tipos

Existe un tipo de feromona específico para diferentes actividades que realizan los insectos. Los insectos no producen todos los tipos de feromonas que aquí se indican, depende del grado de complejidad que alcance en su relación con otros individuos de su especie.

Los tipos más importantes de feromonas son^6,8:

• Marcadores de pista. Son sustancias que dejan marcas olorosas para indicar el camino de vuelta a la colonia, cuando los “exploradores” tienen éxito en su búsqueda de alimento. Son típicas de insectos sociales, como hormigas y algunas termitas. También se han descrito en la procesionaria del pino Thaumetopoea pityocampa.
• Regulación de castas. Se dan en insectos sociales, aunque sólo las produce la reina de la colonia. Son típicas de las termitas, en las que la reina produce una serie de sustancias que se distribuyen por la colonia, entre los individuos, mediante la saliva. Según la feromona ingerida se produce una serie de cambios (aunque también intervienen otros factores) en los individuos que las ingieren, dando lugar a diferencias en su desarrollo que originan las castas: obreros, soldados, reproductores secundarios. Se pueden considerar también como feromonas morfogénicas.
• Agregación. Son un tipo de feromonas que inducen la formación de grandes agregados, temporales o persistentes. Se da en las abejas cuando forman los enjambres, en los Coleópteros escolítidos cuando buscan un lugar para aparearse y alimentarse, en algunas especies de Coleópteros coccinélidos cuando van a invernar, o en la cucarachas.

• Alarma. Es un conjunto de sustancias que producen algunos insectos que viven en comunidades, para avisar a sus congéneres de algún peligro. Estas feromonas hacen que los insectos que las perciban corran o vuelen más activamente, muestren un comportamiento agresivo, o traten de huir. Se ha encontrado en muchas hormigas, pulgones, abejas y algunas termitas.
• Morfogénicas. Son feromonas que afectan al desarrollo de los individuos que las ingieren, especialmente en el desarrollo sexual. En la langosta (Schistocerca gregaria) los machos maduros producen una sustancia que promueve la maduración sexual de otros machos. En la abeja de la miel (Apis mellifera) la reina produce otra feromona (la llamada sustancia de la reina) en una glándulas que posee en las mandíbulas, que inhibe el desarrollo de los ovarios de las obreras, y que también tiene efecto sobre su comportamiento, evitando que construyan celdas reales y críen nuevas reinas.
• Sexuales. Son las feromonas más investigadas actualmente. Las más conocidas son las producidas por Lepidópteros, especialmente en aquellas especies que pueden ser plagas agrícolas, aunque se conocen en otros muchos órdenes de insectos (Dípteros, Homópteros, etc.). En los Lepidópteros las feromonas sexuales son producidas fundamentalmente por las hembras en unas glándulas que poseen en el abdomen, con el fin de atraer a los machos hacia ellas, y facilitar así el encuentro y apareamiento. Muchas de estas feromonas se han identificado químicamente y se sintetizan compuestos análogos en laboratorio, estando disponibles en el mercado para aplicación en el control de especies plaga.
• Antiafrodisiacas. Usadas por los machos para marcar a la hembra apareada, ayudando a garantizar su “paternidad”.
• Epideícticas. Son colocadas sobre algún recurso como una fruta, un huevo parasitado, para indicar que ya ha sido explotada, reduciendo la competencia de la progenie.
• Antiagregación. Emitida cuando un recurso está en riesgo de ser sobre-explotado, beneficia a los  emisores y a los receptores, porque reduce la competencia interespecífica.

Los machos (de Lepidópteros y de otros muchos insectos) también producen sus feromonas sexuales, que actúan cuando están cerca de la hembra, induciéndola al acoplamiento.

Uso de las feromonas en Manejo Integral de Plagas (MIP)

Un importante elemento en el enfoque del MIP es la explotación de químicos que modifican el comportamiento, usualmente en forma de productos naturales, en particular las feromonas¹², las cuales son usadas en la agricultura, la horticultura, la silvicultura, los productos almacenados y en insectos vectores de enfermedades^3,14.

El uso de feromonas en el control de plagas puede realizarse por diferentes vías:

Detección y Monitoreo. El principal uso de las feromonas sexuales de insectos es atraer insectos a trampas para detección y determinación de su distribución temporal. En la mayoría de los casos, son los machos los que responden a feromonas sexuales producidas por las hembras. Entonces, se diseñan trampas atrayentes que reproducen de manera muy cercana la proporción de componentes químicos. Idealmente, una trampa atrayente debería disipar uniformemente su contenido de feromonas a través del tiempo y en el proceso, no retenerlas o degradarlas en forma permanente¹³. A través de los años se han probado muchos diseños de cebos, pero los de uso común hoy son: fibras huecas de plástico de polivinilo (emiten por ambos extremos), fibras huecas selladas y bolsas (emiten por las paredes) y flecos de plástico laminado (emiten por las paredes y bordes expuestos). Para que la trampa sea efectiva para el monitoreo de poblaciones de insectos, el diseño también es crítico.

Las trampas varían en diseño y tamaño dependiendo del comportamiento de los insectos objetivo¹. Para las evaluaciones de poblaciones, umbrales de aspersión y comparaciones de unos años con otros, son esenciales protocolos de captura consistentes¹. La información de las capturas de las trampas puede ser muy útil para la toma de decisiones de aplicación de insecticidas y otras medidas de control. Por ejemplo, las capturas en trampas pueden indicar una pérdida del efecto de la feromona sobre la alteración del apareamiento y la necesidad de aplicar de nuevo el tratamiento de la feromona. El monitoreo cuidadoso y la experiencia para interpretar los datos recolectados son importantes para el éxito. Las trampas también se pueden colocar con el objetivo de destruir los machos para control de la población¹².

Alteración del Apareamiento. Con la disponibilidad comercial de feromonas sexuales de insectos para varias plagas agrícolas en los años 1970, los científicos y empresarios pusieron su atención en la alteración del apareamiento como un enfoque “bioracional” para el control de insectos¹. En teoría, la alteración del apareamiento se puede lograr de dos maneras principales: seguir rastros falsos o confusión¹¹. El seguimiento de rastros falsos resulta de colocar muchos más puntos de fuentes de feromonas (fibras huecas, escamas u otros puntos como fuentes) por hectárea de los números anticipados de hembras en el cultivo. Las probabilidades de que los machos encuentren hembras al final del rastro de feromona debe reducirse mucho. La emisión de feromonas es relativamente baja en cada punto, de modo que el rastro se crea viento abajo y no se pierde en un fondo de feromonas liberadas². Se cree que los machos que siguen estas pistas gastan sus energías de apareamiento en persecución de las fuentes de feromonas artificiales⁵.

Respecto a la confusión de los machos, se cree que ésta es el resultado de que la feromona en el ambiente está en concentraciones suficientes para ocultar los rastros de las hembras que llaman a los machos (grandes dosis de fuentes difusas tales como microcápsulas o dosis mayores de feromona en dispensadores de fuentes puntuales tales como cordones de polietileno); el resultado neto de la confusión es que el macho no se puede orientar hacia ninguna fuente de feromona y seguir el rastro de una pareja viento arriba⁹.

Cebos tóxicos. Los cebos tóxicos son mezclas de una sustancia atrayente con un insecticida. Los cebos generalmente están orientados a controlar insectos adultos por que la movilidad de los individuos es fundamental para la eficiencia del cebo. En algunos pocos casos se usan cebos contra larvas como en el control de larvas de noctuidos. La gran ventaja del cebo tóxico es que el efecto insecticida se restringe a la especie dañina que es atraída por el cebo. De esta manera se confiere especificidad al tratamiento evitando dañar a los insectos benéficos. Al mismo tiempo se ahorra insecticida porque la aplicación es localizada. En general, el tratamiento tiende a ser más económico y selectivo¹².

Conclusiones

La feromonas como método de control de insectos es posible gracias a sus principales ventajas: altamente específicas, no tóxicas en su gran mayoría y activas en cantidades mínimas. Otras ventajas son que reducen las poblaciones a largo plazo, tienen mayor potencia a menor densidad de insectos, no inducen plagas secundarias y permiten la recuperación de insectos benéficos. También son efectivas en insectos difíciles de controlar con insecticidas tradicionales. Sus desventajas consisten en su elevado precio y su efecto es bastante retardado en comparación de los insecticidas mayormente utilizados.

Literatura citada

1. ARN, H. 1990. Pheromones: prophecies, economics, and the ground swell, pp. 717–722, in R. L. Ridgway, R. M. Silverstein, M. N. Inscoe (eds.). Behavior-modifying Chemicals for Insect Management: Applications of Pheromones and Other Attractants. Marcel Dekker, New York.
2. ARN, H. and LOUIS, F. 1996. Mating disruption in European vineyards, pp. 377–382. In R.T. Cardé and A.K. Minks (eds.). Pheromone research new directions. Chapman and Hall, New York.
3. Brechelt, A. 2008. Manejo Ecológico de Plagas y Enfermedades. Fundación Agricultura y Medio Ambiente. Santo Domingo, República Dominicana.
4. Cardé, R. T. y J.G. Millar. 2009. Pheromones. In: Encyclopedia of Insects. Resh, V.H. y R.T. Cardé, editors. 2^nd edition. Elsevier. 766-770.
5. Cardé, R. T. and Minks, A. K. 1995. Control of moth pests by mating disruption: successes and constraints. Annu. Rev. Entomol. 40: 559-585.
6. Chapman, R.F., Simpson, S.J., Douglas, A.E. 2013. The insects: structure and function. 5^th edition. Cambridge university press. Part V, Chapter 27. Chemical communication: pheromones and allelochemicals. 858-898
7. Gullan, P.J. and P.S. Cranston. 2010. The insects an outline of entomology. 4t. edition. Wiley-Blacwell.
8. Klowden, M.J. Physiological Systems in Insects. 2007. Elsevier. USA. 612-627.
9. Koch, U. T., Doye, E., Schumann, K., and Andrick, U. 2009.Circe an addition to the toolbox for assessment / improvement of mating disruption. IOBC wprs Bulletin 41:17–24.
10. Symonds, M. T. y M. A. Elgar. 2008. The evolution of pheromone diversity. Trends in Ecology & Evolution. 220-228.
11. Tortböjn, N. 2007. Semiochemicals for insect pest management. Pure Appl Ch. 79: 2129-2136.
12. Shani, A. 2000. Chemical Communication Agents (Pheromones) in Integrated Pest Management. Drug Development Research 50:400–405.
13. Witzgall, P., Bäckman, A.-C., Svensson, M., Koch, U. T., Rama, F., El-Sayed, A., Brauchli, J., Arn, H., Bengtsson, M., and Löfqvist, J. 1999. Behavioral observations of codling moth, Cydia pomonella, in orchards permeated with synthetic pheromone. BioControl 44:211–237.
14. Witzgall, P., P., Kirsch and A., Cork. 2010. Sex Pheromones and Their Impact on Pest Management. J. Chem. Ecol. 36:80–100
15. Wyatt, T.D. 2003. Pheromones and Animal Behaviour. Cambridge University.

Introducción

La pediculosis es la infestación con el piojo de cabeza y cuerpo humano, Pediculus humanus. Hay dos subespecies, el piojo de la cabeza (P. h. Capitis) y el piojo del cuerpo (P. h. Humanus). Son ectoparásitos cuyo único conocido anfitriones son los seres humanos. Datos moleculares recientes sugieren que las dos subespecies son ecotipos de la misma especie y que la evolución entre las dos poblaciones tiene lugar continuamente. (CDC)

A lo largo de la historia se ha buscado controlar el problema de la pediculosis ya que es un padecimiento muy común en niños y adolescentes siendo más persistente en el género femenino, esto debido a la presencia de cabello abundante. Hoy en día existen factores que permiten que este artrópodo prevalezca, ya que existen estudios donde se reportan la presencia de mutaciones que generan resistencia a los insecticidas, es por eso que los piojos son resistente ante los tratamientos que existen en el mercado.

Existen diversos tipos de control para este padecimiento, la mayoría de ellos son métodos de control caseros. Dichos métodos varían en resultados, así mismo algunos pueden causar efectos secundarios como irritación.

El contenido de este informe es sólo para fines informativos. Nada en este informe está destinado a diagnosticar cualquier enfermedad o a proporcionar cualquier consejo médico o sustituto de los consejos de su médico de atención a la salud. Siempre asegúrese de consultar con su médico antes de empezar cualquier nuevo programa o tratamiento.

Remedios domésticos contra la pediculosis

Tratamiento a base de vinagre de manzana y esencia de tomillo.

–  ½ taza de vinagre de manzana (ojalá de campo).

–  8 gotitas de esencia de tomillo (opcional).

Mezclar los ingredientes y masajear con esta preparación la cabeza, colocar un gorro o bolsa plástica. Dejar actuar por 2 horas y luego lavar. Revisar y peinar con un peine de dientes pegados. Repetir 2 veces a la semana por un mes.

Esta receta es ideal para soltar o despegar las liendres (huevos). Su acidez es especialmente eficaz contra la sustancia que adhiere las liendres al pelo (1).

Tratamiento a base de vinagre y agua tibia.

Después de cada lavado, hacer el último enjuague con 3 cucharadas de vinagre en 3 litros de agua tibia sin aclarar. El olor a vinagre es mínimo, se puede disimular con un poco de colonia. Otro beneficio de este enjuague: deja el pelo limpio, suave y brillante (1).

Tratamiento a base del árbol del té.

– Aceite de árbol de té (Tea Tree Oil). Se consigue en algunos herbolarios o droguerías.

Opción 1: Mezclar algunas gotas de aceite del árbol del té en el champú y lavar como de costumbre.

Opción 2: Aplicar mediante una bolita de algodón directamente al cuero cabelludo durante algunos minutos antes del lavado. Este aceite es un poderoso agente antiséptico, antiviral y fungicida natural sirve para el acné y también para la caspa (1).

Aceite de árbol del té, http://otramedicina.imujer.com

Tratamiento a base de eucalipto y jugo de limón.

– 2 puñados de hojas de eucalipto.

– Jugo de 1 limón.

– 1lt de agua.

Hervir las hojas durante 15 minutos en el agua. Dejar reposar y agregar el jugo de limón. Masajear con esta preparación la cabeza, colocar un gorro o bolsa plástica. Dejar actuar por 30 minutos, luego lavar el cabello como de costumbre (1).

Tratamiento a base de chirimoya y aceite de almendra.

– 10 Pepas Negras de Chirimoya (aproximadamente).

– 2 cucharadas de aceite de almendra.

Secar y moler hasta reducir a polvo las pepitas negras de chirimoya y mezclar con el aceite de almendra. Aplicar sobre la cabeza en el pelo seco y colocar en un gorro o bolsa plástica sobre la cabeza. Lavar la cabeza a la mañana siguiente (1).

Tratamiento a base de ajo.

– 1 cabeza de ajo molida.

– ½ lt de agua.

Verter el ajo molido en medio litro de agua. Dejar reposar por varias horas y colar y frotar con esta preparación el cuero cabelludo y envolver la cabeza con un gorro o bolsa plástica. Dejar puesta toda la noche y lavar a la mañana siguiente (1).

Tratamiento a base del árbol de Cuasia.

– Corteza de Cuasia (Quassia Amara). Se puede conseguir en yerberias.

– 250cc de Alcohol de 96°grados.

Meter la corteza en el frasco del alcohol y tapar. Dejar macerar una semana al sol, y aplicar con un algodón en todo el cabello. Envolver el pelo con un gorro o bolsa plástica por una hora, luego lavar como de costumbre. Repetir cada 1-2 semanas. La hierba y corteza de este árbol es muy ácida y cambia el ph del cuero cabelludo, impidiendo la existencia del piojo, es eficaz y no es nocivo para la salud (1).

Tratamiento a base de palta y ruda.

– 5 cuescos de Palta.

– 2 ramitas de Ruda (Ruta Graveolens).

– 4 litros de agua.

Picar los cuescos y poner a hervir junto a la ruda en el agua. Lavar el pelo como de costumbre y aplicar como si fuera una loción, masajeando suavemente. Envolver con una gorra o bolsa plástica y dejar actuar por 2 horas. Peinar detalladamente para retirar los parásitos y lavar (1).

Tratamiento a base de ruda fresca y toronjil.

– 40-50 grs de ruda fresca (Ruta Graveolens).

– 40-50 grs de toronjil.

– 1lt de agua.

Hervir la ruda y toronjil en 1 litro de agua durante 30 minutos. Mojar el pelo con la preparación y envolver con una gorra o bolsa plástica y dejar actuar entre 1 a 2 horas. Peinar detalladamente para retirar los parásitos y lavar (1).

Tratamiento a base de hojas de melia.

 – 10 grs de hojas frescas de Melia o Cinamomo (Melia azedarach).

– 250 ml. de agua.

Éste árbol es muy común en plazas como ornamentación, su fruto, cuando está muy maduro al aplastarlo expele un mal olor. Hervir durante 5 minutos. Se deja enfriar y se agrega la preparación por el cabello con un algodón o un paño (1).

Tratamiento a base de aceite de oliva.

Aplicar 4 cucharadas de aceite de oliva sobre la cabeza para asfixiar a los piojos. Cubrir la cabeza con una gorra de ducha, dejar puesta de cuatro a seis horas. Repetir la operación tres o cuatro veces por semana (5).

Tratamiento a base de aceite de oliva y aceite de lavanda.

Mezclar 3 cucharadas de aceite de oliva y 3 de aceite esencial de lavanda. Cubrir la cabeza con una gorra de ducha de cuatro a seis horas por tres a cuatro días (5).

Tratamiento a base de vinagre de manzana y tomillo (usando peine de cerdas finas).

Mezclar media taza de vinagre de sidra de manzana y 8 gotitas de esencia de tomillo. Después, masajear con esta preparación la cabeza, colocar un gorro de plástico y dejar puesto por 5 horas. Pasado ese tiempo, se debe quitar el gorro y pasar un peine que tenga los dientes pegados (5).

Aceites  y vinagre
http://otramedicina.imujer.com/2008/08/13/piojos-trucos-caseros-para-eliminarlos

Tratamiento a base de enjuague de cabello y vinagre de manzana.

Agregar al agua del enjuague del cabello 4 cucharadas de vinagre de sidra de manzana para ayudar a aflojar las liendres (5).

Tratamiento a base de aceite de citronela.

Colocar en el champú diario o en la crema de enjuague una proporción 5 gotas de aceite esencial de citronella, 7 gotas de eucalipto y 5 gotas de mejorana. Igualmente, se pueden elaborar lociones con estos aceites el cual resulta más beneficioso para la salud que los productos sintéticos contra piojos que venden, derivados de órganos fosforados, prohibidos para uso humano. (Remedio proveniente de la aromaterapia) (5).

Tratamiento a base de cedro en alcohol.

Poner 100 gr. de la corteza de cedro santo en 1/2 litro de alcohol. Dejar reposar durante por 24 horas y al día siguiente, empapar una bolita de algodón con esta preparación y pasar por todo el cuero cabelludo (5).

Tratamiento a base del hueso de aguacate.

Picar y machacar 5 huesos de aguacate. Hervir, junto con un puñado de ruda, en ¼ litro de agua durante 10 minutos. Retirar del fuego y dejar refrescar. Lavar bien el cabello y aplicar esta preparación mediante suaves masajes circulares por todo el cabello. Luego, colocar una gorra de baño plástica en la cabeza y envolver encima con una toalla. Dejar puesta por 2 horas. Pasar una peina delgada para retirar los piojos desprendidos (5).

Tratamiento a base de acelga.

Hervir 1 litro de agua y luego agregar 50 gr. de hojas y raíces de acelga. Lavar la cabeza con esta preparación. Este remedio es eficaz para eliminar las liendres (huevos del piojo) (5).

Tratamiento a base de aceite de andrioba.

Poner unas gotas de aceite de andiroba (árbol de la selva amazónica y cuyo aceite se adquiere en las farmacia botánicas). En las puntas de los dedos y repartirlo de forma uniforme por todo el cabello. Este remedio preventivo se puede aplicar a diario antes de ir al colegio en el caso de los niños (5).

Tratamiento a base de mayonesa.

Este es uno de los métodos más sencillos y fáciles de hacer en casa, así que toma nota para que sea efectivo.

– Toma toda la mayonesa que sea necesaria, aplícala generosamente sobre tu cabello y cuero cabelludo, una vez que todo esté cubierto, toma una bolsa y colócala sobre la parte tratada, deja actuar al menos 2 horas.

– Una vez que pase el tiempo necesario, enjuaga tu cabello con shampoo del que utilizas habitualmente, lava 2 o 3 veces para que se quiten todos los restos de mayonesa y piojos que vayan muertos en la mezcla.

– Utiliza el peine para piojos y liendres para retirar todos los animales de tu cabeza, toma el tiempo necesario hasta que quedes satisfecha de haber conseguido el objetivo.

– Repite este método al menos 2 veces en un lapso de una semana, si lo haces de forma correcta, te olvidarás de los piojos para siempre, si la plaga continúa, asegúrate de aplicar el método con todas aquellas personas con las que convivas en tu casa, para que no vuelva a tu cabeza (4).

Tratamiento a base de enjuague bucal.

Aunque no lo creas, el Listerine es uno de los enjuagues bucales que funcionan muy bien para eliminar a los piojos, esto quizá sea por la cantidad de alcohol que poseen, la verdad no sé a ciencia cierta, pero sirve bastante bien.

– Antes de salir a trabajar puedes aplicar algún enjuague bucal (de preferencia los que vienen listos para usarse) directamente sobre tu cabello y cuero cabelludo, da un masaje y deja actuar por 30 minutos, luego date un buen baño y al salir utiliza el peine de liendres para retirar todos los animalitos que quedaron muertos.

– Antes de utilizar este método te recomiendo que apliques una pequeña cantidad sobre una zona de tu cabeza, para determinar si tu cabello no se siente demasiado sensible por el efecto refrescante de las sustancias, si todo está bien, hazlo (4).

Tratamiento a base de aceite de coco.

Aceite de coco. Este lo puedes conseguir en cualquier farmacia o tienda de productos naturales, sirve para peinar y deja el cabello bastante humectado, hidratado y liso, además ayuda a prevenir la presencia de piojos (4).

Tratamiento a base de aceite de neem.

Aceite esencial de neem: este aceite también lo consigues en tiendas naturistas, es muy fuerte y los piojos lo odian, por ello es recomendable aplicarlo en tú brillantina o crema para peinar, aplica unas gotas al producto con el que te peinas, de esa forma tendrás protección extra a la hora de que los piojos quieran llegar a tu cabeza (4).

Tratamiento a base de champú, sal, vinagre blanco, aceite de pimienta y árbol del té. Un champú natural

Se trata de un remedio casero en forma de champú en el que se combinan champú para bebé, una cucharada de sal, dos cucharadas de vinagre blanco, cinco gotas de aceite esencial de pimienta y cinco gotas de aceite esencial de árbol de te. La mezcla se aplica perfectamente sobre el cabello y cuero cabelludo y se da un masaje hasta conseguir una espuma, posteriormente se deja que la mezcla actúe durante al menos 10 minutos para finalmente lavar con agua, haciendo uso de un peine para piojos.

La mezcla de los ingredientes con forma uno de los mejores remedios caseros contra los piojos ya que los aceites esenciales matan y repelen a los piojos, y la sal en combinación con el vinagre ayuda a eliminarlos fácilmente con el peine (2).

Lo más efectivo para acabar con los piojos y las liendres es usar un tratamiento para piojos en shampoo o solución y peinar el cabello de la persona infestada con un peine especial para piojos y liendres.

También es importante que si ya detectaras los piojos:

Revises a todos los miembros de la familia (niños y adultos) y sólo si tienen piojos darles el mismo tratamiento.

Des aviso en la escuela o guardería si tu hijo tiene piojos.

No uses insecticidas en aerosol (sprays) pues pueden ser tóxicos o causar reacción alérgica.

Lava la ropa personal y de cama de la persona infectada a una temperatura extra caliente o llévala a la tintorería. Lo que no se lava (muñecos de peluche, juguetes) empaquétalo en un bolsa de plástico y séllala por 21 días.

Aspira los muebles, alfombras, cascos de deportes y asientos de coche.

Recuerda que fumigar los salones y autobuses escolares con insecticidas para eliminar los piojos es un método inefectivo e innecesario.

Una vez iniciado el tratamiento, se recomienda aplicarlo de nuevo a la semana siguiente, ya que después de este periodo las liendres que pudieron quedar vivas o adheridas al cabello son piojos adultos. Si los piojos persisten, consulta a tu médico de confianza pues el uso repetido e indiscriminado de estos productos puede generar resistencia (3).

Referencias.

(1).http://abcdeladestruccion.wordpress.com/2012/07/29/tratamientos-naturales-contra-piojos-y-liendres/.

(2).http://salud.ellasabe.com/remedios-caseros/175-remedios-caseros-para-los-piojos

(3).http://www.herklin.com.mx/como_erradicarlos

(4).-http://www.holaoaxaca.mx/remedios-para-eliminar-definitivamente-piojos-liendres/

(5).http://www.remediospopulares.com/Pediculosis.html.

Resumen

La vigilancia de la resistencia a insecticidas es un paso esencial en el manejo integrado  de vectores, para proveer datos que permitan programar y planear la selección adecuada y racional de insecticidas con un impacto económico y ambiental bajo. De igual manera, el detectar la resistencia en etapas tempranas permitirá también la implementación de una estrategia de manejo de la resistencia además de otras alternativas de control. Varias técnicas se han desarrollado para la detección de la resistencia a insecticidas en mosquitos vectores de enfermedades, aquí se presentan y contrastan las técnicas basadas en bioensayos y se mencionan algunas otras para estudios más extensivos sobre los mecanismos responsables de la resistencia.

Palabras clave: insecticidas, resistencia, mosquitos.

Introducción

Dengue es una de las mayores preocupaciones en salud pública en regiones tropicales y sub-tropicales del mundo. Es la enfermedad viral transmitida por vectores de más amplia distribución, con un incremento de 30 veces en su incidencia global en los últimos 50 años. La organización Mundial de la Salud (³⁸) estima que al menos la mitad de la población mundial vive en zonas donde el dengue es endémico, ocurriendo de 50-100 millones de infecciones cada año, con una rápida propagación en zonas anteriormente no afectadas (^{14, 26}); cada año, cientos de miles de casos severos surgen, incluyendo 2000 defunciones (²⁴). Números reales de la enfermedad son probablemente peores, debido a que existe un sub-registro y una clasificación errónea de casos de dengue (^48,3).

Para el 2012, el dengue representa la enfermedad viral más importante transmitida por mosquitos a nivel mundial. Los brotes superan la carga en los sistemas de salud y la economía de la mayoría de los países tropicales. La emergencia y diseminación de los cuatro serotipos de virus de dengue (DENV) de Asia a las Américas, África y regiones mediterráneas del este representa una amenaza de pandemia. Aunque la carga mundial total de la enfermedad es aún incierta, los patrones son alarmantes para la salud humana y la economía.

La disponibilidad de una vacuna segura y eficaz alteraría significativamente la idea de la prevención de dengue. Sin embargo, el futuro de la misma aún es incierto (³⁸).

El mosquito Aedes aegypti (L.) es el principal vector de dengue, aunque Ae. albopictus es un vector secundario en Asia, se encuentra distribuido en Norte América y Europa. Además de estas dos especies bien establecidas Ae. polynesiensis (en la Polinesia Francesa, Islas Cook y Wallis y Futuna) y Ae. sctutellaris (en Nueva Guinea) han mostrado ser vectores eficientes (⁴²). Ae. hensilli fue identificado como un vector en la Micronesia (⁴⁵) y Ae. frucifer y Ae. luteocephalus son reconocidos como probables vectores selváticos en el oeste de África.

El control de los vectores de dengue consta principalmente de una reducción de fuentes de proliferación de los mosquitos: eliminación de los depósitos favorables para ovoposición y desarrollo de las forma acuáticas. Algunas veces esto va acompañado de tapar los recipientes o matando a las formas acuáticas con el uso de larvicidas, los cuales pueden tener una variada persistencia y/o eficacia. Aunado a esto, la constante vigilancia entomológica para identificar criaderos productivos puede ser más efectivo que tener que tratar todos los criaderos potenciales (⁴⁹). El grado en el cual las poblaciones inmaduras son reducidas por la acción de estas acciones de control, impacta significativamente en la incidencia de la enfermedad en cualquier localidad endémica. Por otro lado, la aplicación espacial de insecticidas para las formas adultas es recomendada para el control de los vectores durante epidemias, sin embargo su eficacia en otras situaciones no ha sido aún bien documentada (²¹). La aplicación dentro de las casas es una labor intensiva y en muchas regiones impráctica cuando suceden brotes de la enfermedad. Los tratamientos residuales están destinados a reducir la densidad de vectores y su longevidad. Aunque la aplicación de insecticidas dentro de las casas es con frecuencia exitosa para el control de los vectores de malaria, su efecto en Aedes spp con frecuencia no es comparable porque la preferencia de posarse dentro de la casa es incierta. Se requiere aún más investigación acerca del efecto de insecticidas residuales sobre cortinas, cubiertas de depósitos, pantallas y otros materiales que tengan aceptación por la comunidad.

El uso de insecticidas químicos, ha constituido la herramienta más poderosa y de uso más extendido para controlar las enfermedades transmitidas por vectores. La aplicación sistemática e indiscriminada de plaguicidas y el deterioro de los programas de control se debe en gran parte a la resistencia que los vectores han desarrollado hacia los insecticidas.

La resistencia a insecticidas ha sido objeto de múltiples estudios, no solo por ser ejemplo de adaptabilidad de los insectos, sino porque es el principal motivo que favorece la transmisión de muchas enfermedades. Se han estandarizado bioensayos, técnicas bioquímicas y más recientemente pruebas de diagnóstico genético para detectar y cuantificar la resistencia (^8,9,16). Los bioensayos permanecen como el “estándar de oro” para cuantificar la resistencia a insecticidas. Los mosquitos se exponen a varias dosis de insecticidas, ya sea grado técnico o formulaciones de los insecticidas y/o sinergistas y la mortalidad se monitorea a través del tiempo o a través de varias generaciones. Este tipo de ensayos sin embargo no identifican los mecanismos de resistencia los cuales pueden ser de tipo: 1) resistencia metabólica por niveles elevados o actividad modificada de enzimas previniendo que el insecticida alcance su sitio de acción, o 2) resistencia en el sitio blanco la cual involucra alteración de aminoácidos responsables para el anclaje del insecticida en su sitio de acción resultando en una pobre eficacia del insecticida (⁸). Los ensayos bioquímicos permiten la detección de mecanismos específicos de resistencia. Son útiles para determinar potencialmente existencia de resistencia cruzada y seleccionar insecticidas alternativos para una rotación apropiada cuando se presenta resistencia a un insecticida de uso común. En el área de genética de la resistencia se han identificado marcadores moleculares para detectar resistencia al derribo (knock-down kdr) en mosquitos vectores de enfermedades incluyendo Ae. aegypti (^{4,30,31,40,41,44,43}). Kdr es un término genérico aplicado a los insectos que fallan en perder coordinación seguido de la exposición a insecticidas como el DDT y piretroides, esto, debido a una o más mutaciones en el gen para del canal de sodio dependiente de voltaje.

A pesar de la disponibilidad del bioensayo, pruebas bioquímicas y recientemente pruebas de diagnóstico molecular, el monitoreo y manejo de la resistencia a insecticidas es casi nulo o poco desarrollado en muchos países donde los insecticidas son usados extensivamente en programas de control de vectores. Esto es desafortunado, ya que en 1986 el Consejo Nacional de Investigaciones Científicas (NRC 1986) reportó las estrategias para el manejo de resistencia a insecticidas, considerando la susceptibilidad a insecticidas como un “recurso natural” en riesgo de agitarse si no se gestiona adecuadamente. Esta línea de pensamiento ha llevado al concepto de manejo de resistencia a insecticidas (MRI) (^8,12,16,18).

En el presente documento se presentan los métodos para el detección de la resistencia a insecticidas en mosquitos con especial énfasis en Aedes aegypti (L.), se contrastan ventajas y limitaciones, y se detallan recomendaciones. El monitoreo de la resistencia es necesario para garantizar el uso de insecticidas efectivos y que la política de cambio/rotación se haga con un sólido fundamento científico. Esto deberá estar coordinado a nivel local en conjunto con otros programas de manejo de vectores además de considerar el impacto del uso de los plaguicidas de uso agrícola.

Técnicas para detección de resistencia

OMS Dosis-Respuesta

Este método se basa en el uso de concentraciones fijas de un insecticida en un tiempo de exposición determinado. Los resultados se reportan en porcentaje de mortalidad y/o efecto knockdown.

La OMS ha definido tradicionalmente sus concentraciones discriminantes en una de dos maneras como:

■ el doble de la concentración más baja que dio sistemáticamente una mortalidad del 100% después de 60 minutos exposición y un periodo de mantenimiento de 24 horas con una cepa susceptible o una población susceptible; o

■ dos veces el valor de CL_99.9 según lo determinado por las pruebas de susceptibilidad de línea de base de una cepa susceptible o una población susceptible.

Para la obtención de la concentración discriminante o concentración diagnóstico es necesario obtener la línea base de susceptibilidad de referencia para cada insecticida en una población “susceptible” de la especie determinada (población susceptible es aquella que no ha sido sometida a presión con insecticida y en el que la presencia de individuos resistentes es rara o ausente). Esto se consigue mediante la exposición a una serie de concentraciones de un insecticida dado (o a una serie de tiempos  a una concentración fija), y trazando el porcentaje de mortalidad contra la exposición en papel log-probabilidad con el fin de estimar las dosis requerida para producir diversos niveles de mortalidad (alternativamente, este cálculo puede ser hecho usando un modelo estadístico log-probit). Por este medio, es posible derivar la concentración correspondiente a 99.9% de mortalidad (el valor de la CL_99.9); a este concentración existe una muy alta probabilidad de obtener un 100% de mortalidad en una población susceptible. Esta concentración se conoce convencionalmente como la concentración diagnóstico o discriminante porque permite la discriminación de la respuesta de insectos: los que morirán después de la exposición están etiquetados como susceptibles y los que sobreviven como resistentes.

Una vez que se tienen las concentraciones discriminantes establecidas para cada insecticida bajo condiciones estandarizadas de laboratorio utilizando cepas o poblaciones susceptibles ésta se multiplica por un factor de 2, 3 o 4 para determinar la dosis diagnóstico. La elección del factor de multiplicación depende en el nivel de discriminación deseado. Como se mencionó anteriormente, la recomendación de la OMS es del doble de la concentración más baja que proporciona sistemáticamente el 100% de mortalidad en una cepa o población susceptible (³³).

Es importante reconocer que para las especies de mosquitos que no son monitoreadas rutinariamente y / o bajo situaciones nuevas en las que no se dispone de datos de la línea base, es necesario establecer primero la línea base de susceptibilidad al insecticida deseado.

La Organización Mundial de la Salud ha establecido el uso de concentraciones o dosis diagnóstico para algunos insecticidas. En el caso de adulticidas se hace a través de “kits” de prueba los cuales consisten en cámaras de exposición y papeles impregnados con el insecticida.

El principio de este ensayo es exponer a los mosquitos durante un tiempo dado en un tubo de plástico especialmente diseñado forrado con un papel de filtro tratado con una concentración diagnóstico de insecticida. El kit puede ser adquirido con instrucciones completas sobre su uso (³⁶). Las dosis o concentraciones sugeridas por la OMS  (³⁴) se basan en ensayos realizados en laboratorios de referencia.

Como tal, esta prueba está destinada a ser utilizada como un sistema de vigilancia de campo y herramienta de laboratorio con la limitación de que se da poca información sobre el mecanismo(s) responsable(s) de la resistencia detectada. Además, para llevarla a cabo requiere de la compra de todos los componentes de una fuente centralizada. Este requisito elimina algunos errores del operador y ayuda a asegurar que los resultados pueden ser comparados entre años y sitios. Sin embargo, también aumenta los costos y la complejidad logística del ensayo y limita su uso a las dosis de insecticida y compuestos técnicos que se proporcionan de forma centralizada. No se puede utilizar para producir información relevante a nivel local sobre la eficacia y la calidad de formulaciones de insecticidas; además laboratorios locales no puede modificar la dosis discriminante para tratar, por ejemplo, con especies de mosquitos, más pequeñas.

Para el caso de larvas la OMS también establece las directrices sobre los ensayos en su última revisión en el 2005 (³⁷).

La OMS (³⁹) en su reciente revisión sobre “Test procedures for insecticide resistance monitoring in malaria vector mosquitoes” establece que las pruebas de susceptibilidad establecidas por ese organismo deberán seguir siendo el principal método por el cual se detecte la resistencia. Sin embargo, se consideró necesario, como una cuestión de cierta urgencia, de actualizar las directrices existentes de vigilancia de la resistencia con el fin de reflejar las nuevas prioridades y las necesidades de información y, en particular, para poner de relieve la necesidad de precisión en la identificación de las especies de mosquitos bajo prueba. Lo anterior en virtud de que la resistencia a los insecticidas también necesita ser descrita en términos genéticos, por lo que se recomienda además que el monitoreo de la susceptibilidad rutinario sea complementado por pruebas genéticas adicionales y pruebas bioquímicas. Todas en conjunto son herramientas importantes en la toma de decisiones para el manejo de insecticidas a nivel país.

Técnica de la OMS para la medición de susceptibilidad en mosquitos adultos (OMS 2013).

Los papeles de la OMS son hojas de papel filtro (12 X 15cm) impregnadas con la dosis diagnóstico del adulticida, para el caso de Ae. aegypti se presentan en la tabla 1 según la publicación más actualizada (³⁴). Los papeles impregnados son preparados por un laboratorio certificado en la Universidad Sains Malasia, ubicada en Penang, Malasia. Cada una de las  hojas es insertada en forma de cilindro en cada uno de los tubos de exposición. Se prepararán 4 tubos con papel impregnado con insecticida y 2 funcionarán como controles los cuales están impregnados con aceite. La hojas deberá estar lo más posible adheridas a las paredes de los tubos, para ellos deberán colocarse sujetadores tipo clip (incluidos en los “kits”) para asegurar la posición del cilindro de papel dentro de cada tubo. Al menos 20 a 25 mosquitos hembra sin alimentación sanguínea y no más de 3 a 5 días de edad deberán colocarse en los tubos de exposición. El total de mosquitos para cada insecticida será de 120 a 150. Una vez que los mosquitos son transferidos a los tubos de exposición estos deberán cerrarse y se expondrán por el lapso de 1h (60 min). En caso de que haya algún mosquito dañado al momento de ser transferido deberá eliminarse. Pasado el tiempo, los mosquitos serán forzados a moverse a los tubos de observación y se les proporcionará en algodón una solución azucarada. Los mosquitos serán mantenidos en los tubos de recuperación por un lapso de 24h (período de recuperación). Durante este tiempo es importante mantener los tubos con los mosquitos en la obscuridad y evitar cambios extremos de temperatura, lo ideal sería un insectario. Al término del período de recuperación (24h) se contará y registrará el número de mosquitos muerto. Cualquier adulto capaz de volar se considerará vivo independientemente del número de patas que le queden. Cualquier mosquito derribado independientemente si ha perdido patas o alas se considerará moribundo y será considerado como muerto.

Para completar cada prueba de susceptibilidad, los mosquitos deberán ser transferidos a tubos tipo Eppendorf (por separado vivos y muertos) hasta que pueda ser transferido a una instalación disponible para verificar la especie o realizar pruebas suplementarias en caso de que sea necesario.

Especímenes de prueba

Dentro de los factores a considerar al momento de la selección de los especímenes de prueba están las características de obtención de los mismos y condiciones apropiadas para someterlos a bioensayo. La edad, sexo, estado fisiológico, la generación de prueba, la obtención en campo, todos pueden ser factores que afecten los resultados de los bioensayos. El uso de machos no es recomendado para el monitoreo de la resistencia ya que son más pequeños y frágiles que las hembras, por lo que tienden a tener mayor mortalidad en el control. Estudios realizados con hembras adultas han demostrado que la edad y el estado fisiológico puede influir en la susceptibilidad a los insecticidas. Por lo general se ha observado que a mayor edad las hembras son menos resistentes a los insecticidas, especialmente cuando la resistencia es conferida por la presencia de enzimas de desintoxicación cuya actividad tiende a declinar con la edad (¹¹). Es por eso que se recomienda que las hembras usadas en las pruebas de susceptibilidad se hagan en hembras no alimentadas con sangre y de 3 a 5 días post-emergidas.

Para estandarizar la edad de las hembras, es recomendable usar ya sea adultos obtenidos de colectas de larvas (opción de preferencia) o si no es posible usar la progenie F1 de mosquitos hembra de campo. Si se obtienen larvas de campo del mismo sitio de colecta en el mismo tipo de criadero, las muestras deberán juntarse con la finaldad de tener suficientes individuos para las pruebas de susceptibilidad. Sin embrago, las colecciones de larvas idealmente  deberán ser realizadas de un numero de diferentes criaderos con la finalidad de evitar colectar individuos provenientes de un simple lote de huevos producto de una ovipostura.. Lo anterior con la finalidad de evitar tener en la muestra alta proporción de individuos emparentados. Considerando también que la variabilidad genotípica de la progenie de una hembra adulta está igualmente limitada, hembras silvestres deberán ser capturadas idealmente de diferentes sitios para garantizar una muestra representativa de la población local. En la práctica esto significa que al menos 30 lotes de huevos, más si hay una mezcla de especies, se deberán obtener de las hembras silvestres.

Otra opción menos favorable es el uso de hembras silvestres capturadas directamente en campo. En este caso es necesario registrar el estado fisiológico de los adultos antes de la prueba (alimentación y gravidez). Si es necesario las hembras pueden mantenerse con una solución azucarada hasta que las pruebas se lleven a cabo. Sin embargo, usar hembras directamente de campo representa una desventaja en el sentido de que los resultados en las pruebas de susceptibilidad serán muy variables, se puede subestimar la resistencia (²⁸).

Tamaño de muestra

Al menos 100 mosquitos deben ser probados para cualquier insecticida en el a la dosis diagnóstico, con al menos 4 repeticiones de 20-25 mosquitos por prueba. Cuando no es posible probar este número de mosquitos en un solo día, las pruebas se puede realizar en varios días. En este caso, y para evitar múltiples manipulaciones, los papeles impregnados pueden permanecer en los tubos de prueba siempre que se envuelvan en papel de aluminio y se mantengan a 4 °C entre las pruebas sucesivas. Hay que considerar que se especifica un mínimo de dos controles (50 mosquitos) con el fin de mejorar la validez estadística de los resultados.

Condiciones ambientales

Múltiples investigaciones han establecido que la temperatura ambiente puede influir en la toxicidad de los insecticidas; del mismo modo la humedad relativa se ha demostrado que afectan a la supervivencia de los mosquitos durante el periodo de mantenimiento. Por ello se recomienda, que la temperatura y la humedad se controlen durante los ensayos y los periodos de mantenimiento (recuperación). Si es posible, las pruebas deberán llevarse a cabo a 25 ° C ± 2 ° C y 80% ± 10% HR. Durante el período de exposición de 1h y el período de recuperación de 24h posterior, tanto la humedad relativa y la temperatura (no deberá exceder 30°C) deberán ser controladas y los valores máximos y mínimos registrados al comienzo del período de exposición y de nuevo al final del periodo de recuperación (24h).

Frecuencia de las evaluaciones

La recomendación para el análisis de la susceptibilidad de a las cuatro clases de insecticidas aprobados por la OMS es de probarse varias veces durante un año de acuerdo con los cambios de estación y/o basado en el calendario de los diferentes cultivos agrícolas de la zona. Considerando el tiempo y la frecuencia del análisis de la susceptibilidad se proponen diversas estrategias:

1. El monitoreo de la resistencia a insecticidas podría llevarse a cabo a través de una red de sitios centinela, y que los sitios seleccionados representen la variedad de zonas ecológicas y de transmisión de enfermedades particulares del vector.
2. Las pruebas podrían repetirse en los mismos lugares con el fin de monitorear los cambios en la susceptibilidad del mosquito con el tiempo, dependiendo del tamaño de la población de vectores.
3. Áreas en las que se utiliza el mismo insecticida tanto para el control de vectores y para fines agrícolas puede requerir supervisión más intensiva debido al potencial para la selección adicional en poblaciones del vector por plaguicidas de uso agrícola.

Re-uso de los papeles impregnados

La eficacia de los papeles impregnados disminuye con el número de usos y el número de mosquitos probado, especialmente con piretroides. La recomendación actual es que un papel impregnado con insecticida no deberá usarse más de 6 veces, el equivalente a exponer aproximadamente 150 mosquitos. Para papeles impregnados con insecticidas no-pirteroides permiten mayor re-uso (hasta 20 veces).

Efecto de derribo (knockdown) y mortalidad

Los piretroides y el DDT son insecticidas de acción rápida que tienen un efecto knock-down). Cuando se trata de la resistencia knock-down (KDR), se ha demostrado que la tasa de derribo (KD) es un indicador sensible para la detección temprana de la resistencia. Las observaciones de la cantidad de mosquitos derribados se hacen durante la exposición en el período de 1h. Un mosquito se considera derribado si no puede permanecer de pie o volar en una forma coordinada; éstos por lo general caen al fondo del tubo de exposición. Se recomienda realizar observaciones a intervalos regulares, generalmente después de 10, 15, 20, 30, 40, 50 y 60 min, con la última observación justo antes de transferir al tubo de observación. Si, después de 60 min, la tasa de derribados (KD) es inferior al 80%, se deberá hacer otro registro a los 80 min de los mosquitos en los tubos de observación. En poblaciones muy susceptibles, el registro de derribo  hacerse con mayor frecuencia, cada 3 min. Con estos datos se puede calcular la KD-50 o KD-95, sin embargo estas mediad no son usadas rutinariamente para el monitoreo de la susceptibilidad desde el punto de vista operativo.

Interpretación de resultados

Una mortalidad en el rango de 98-100% indica susceptibilidad. Una mortalidad menor al 98% sugiere resistencia y requiere de mayor investigación. Si la mortalidad observada (corregir si es necesario) se encuentra en el rango de 90-97%. La presencia de resistencia en la población deberá ser confirmada. Esto debe hacerse mediante bioensayos adicionales con el mismo insecticida en la misma población o en la progenie de los mosquitos que sobrevivieron previamente (criados bajo condiciones de insectario) y/o a través de ensayos moleculares para los mecanismos de resistencia conocidos. Si al menos dos ensayos de susceptibilidad adicionales consistentemente muestran mortalidad menor al 98%, la resistencia es confirmada. Si la mortalidad es inferior al 90%, la confirmación de la existencia de genes de resistencia en la población de prueba con bioensayos adicionales pueden no ser necesarios, siempre y cuando los ensayos originales se hayan realizado con un mínimo de 100 mosquitos. Sin embargo, la investigación adicional de los mecanismos y distribución de resistencia deben llevarse a cabo.

Cuando se confirma la resistencia, se deben tomar medidas preventivas para manejar la resistencia a insecticidas y para asegurar que la eficacia de los insecticidas utilizados para el control del vector se conserve.

Tabla 1. Dosis diagnóstico (concentraciones) (%) y tiempos de exposición (h) de adulticidas para Aedes aegypti (OMS 1998).

Técnica de la OMS para la medición de susceptibilidad en larvas de mosquitos (OMS 1981, 2005).

Los experimentos relacionados con el establecimiento de dosis diagnóstico para el monitoreo de la resistencia en larvas de mosquitos forma parte de estudios fase I dentro de la secuencia de la evaluación de larvicidas (³⁷). El propósito de las pruebas de susceptibilidad es el detectar la presencia de resistencia en una población larval tan pronto como sea posible con la finalidad de planear alternativas de control. Los bioensayos de tipo dosis-respuesta son la base para determinar la dosis discriminante de los insecticidas sobre larvas de mosquitos.

Línea base de susceptibilidad y dosis discriminante para larvas

Inicialmente, las larvas de mosquito son expuestas a un rango de concentraciones determinar el rango de actividad de los insecticidas a prueba. Después de determinar la mortalidad de las larvas en este rango concentraciones, se establece un rango más estrecho (de 4-5concentraciones, que arroje entre 10% y 95% de mortalidad en 24h-48h). Estos resultados se utilizarán para determinar valores de CL₅₀ y CL₉₀.

Lotes de 25 larvas de tercer o cuarto instar se transfieren a recipientes, conteniendo de 100-200 ml de agua. Las larvas dañadas deben ser eliminadas y reemplazadas. La profundidad del agua de los vasos debe permanecer entre 5 cm y 10 cm; niveles más profundos pueden causar una mortalidad excesiva.

Se añade el volumen apropiado de la solución stock en un disolvente orgánico (alcohol) del insecticida a los 100 ml o 200 ml de agua en cada vaso para obtener las concentraciones deseadas. Al menos 4 repeticiones deberán establecerse por concentración y un número igual de controles simultáneamente. Cada ensayo deberá correrse tres veces en tres días diferentes. Para exposiciones largas deberá suministrarse alimento a las larvas. Los vasos deberán mantenerse a 25-28°C y un fotoperiodo 12:12.

Después de 24h de exposición, la mortalidad de las larvas se registra. Para insecticidas de acción lenta  pueden ser necesarias 48h lectura. Las larvas moribundas con consideradas muertas, siendo éstas últimas aquellas que no pueden moverse cuando se cuándo son estimuladas con una aguja. Larvas moribundas son los que son incapaces de elevarse a la superficie o no muestran la reacción de buceo característica cuando el agua es perturbada. Se realizan 3 ensayos con 6 concentraciones y 4 repeticiones por concentración. En caso de que las larvas pupen, estas se eliminan del conteo original. Si más del 10% de las larvas del control pupan, el bioensayo se descarta. Si se obtiene un rango de mortalidad en el control del 5 al 20 % se deberá corregir la mortalidad de los tratamientos por Abbott (¹).

     Los resultados de todas las repeticiones deberán agriparse para el cálculo de CL₅₀ y CL₉₀ con un programa apropiado.

Dosis diagnóstico

     La concentración discriminante se determina a partir las líneas de regresión dosis-respuesta de ensayo (sección 1.2.1) en especies de mosquitos vectores susceptibles. La concentración diagnóstico es el doble del valor estimado de CL_99.99.

     En la tabla 2 se presentan las dosis diagnóstico para Aedes aegypti establecidas hasta el momento para algunos insecticidas por la OMS (³⁵).

Tabla 2. Dosis diagnóstico (concentraciones) (mg/l)  de insecticidas para larvas de Aedes aegypti (³⁵).

Interpretación de resultados

              Igual que para las pruebas con adulticidas (inciso 1.1.2).

CDC bioensayo de botella

Este método es considerado por la OMS como complementario para la detección de resistencia a los insecticidas en las poblaciones de vectores y es ampliamente utilizado para el monitoreo de poblaciones de mosquitos. En contraste con el bioensayo de la OMS que mide la tasa de mortalidad en los mosquitos expuestos a una alta concentración de insecticida por un período fijo de tiempo, el ensayo de botella del CDC (2010) toma como medida el  tiempo que se necesita para matar a una muestra de mosquitos adultos expuestos a una concentración conocida de insecticida. Al igual que el bioensayo de la OMS, la prueba puede ser estandarizada para la determinación de las dosis diagnóstico y tiempos de exposición para insecticidas individuales y cada especie de vector usando cepa o población susceptible.

La dosis diagnóstico es la dosis de insecticida que mata el 100 % de mosquitos susceptibles en un tiempo dado. El tiempo esperado para que el insecticida cumpla este objetivo (100% de mortalidad) es llamado tiempo diagnóstico. Estos parámetros se usan como puntos de referencia para compararlos con los resultados del ensayo biológico. Se asume que existe resistencia en una población si una proporción significativa de esta sobrevive a la dosis diagnóstica en el tiempo diagnóstico.

La dosis diagnóstico y el tiempo diagnóstico deben ser definidos para cada insecticida, cada región geográfica a estudiar y cada especie de vector que se va a evaluar. Ambos parámetros deben ser validados usando una población susceptible. Una vez que se han determinado la dosis diagnóstico y el tiempo diagnóstico para una especie, estos parámetros serán utilizados para realizar pruebas con la población de vectores de una región en particular; sin embargo puede partirse de dosis diagnóstico y tiempo diagnóstico reportados por el CDC para Aedes spp (¹⁴) (tabla 3).

En comparación con el ensayo de la OMS, algunos de los componentes del ensayo de botella son más fáciles y baratos de obtener, sin embargo se requiere del uso de insecticidas grado técnico (puro) los cuales puede ser caros y difícil de acceder localmente. Otras componentes del ensayo de botella pueden ser difíciles de obtener, como es el caso de la acetona, la cual su venta tiene restricciones en alguna regiones de América del Sur. En común con el ensayo de la OMS, la dosis discriminante puede enmascarar bajos niveles de resistencia en algunas especies (^{35, 52}).

Tabla 3. Dosis diagnóstico (concentraciones) (µg/botella)  y tiempos diagnóstico de adulticidas para Aedes spp (¹⁴).

Algunas modificaciones a los protocolos existentes podría ayudar a que éstos sean más robustos y relevantes a nivel internacional. En Perú por ejemplo, mostraron que algunas limitaciones en los bioensayos con botella podrían superarse simplemente mediante la sustitución de acetona por etanol para la preparación de las botellas y utilizando formulaciones de los insecticidas en lugar de grado técnico (⁵²). Con una evaluación final a una hora encontraron este ensayo más manejable que el de la OMS (que tiene una observación final a las 24h).

Algunas de las innovaciones y adaptaciones serán altamente específico; el laboratorio Peruano mostró que las botellas impregnadas con piretroides podían ser utilizado varias veces e incluso almacenarse por largos períodos en condiciones ambientales; sin embargo, esto sería menos aplicable a los organofosforados por su alta volatilidad.

Sin embargo se recomienda que todas las adaptaciones y modificaciones locales a los diferentes protocolos deban ser publicadas para que a su vez estas sean criticadas o adaptadas por otros (²⁰).

Preparación de soluciones stock

Las botellas destinadas para el ensayo biológico deben ser recubiertas en su interior con la dosis diagnóstico del insecticida a evaluar. Por practicidad, se aconseja la preparación de soluciones stock con las mismas concentraciones de insecticida que las requeridas para recubrir las botellas.

Para preparar las soluciones stock de insecticidas se diluye la cantidad apropiada de insecticida (sea producto de grado técnico [puro] o de formulación) en acetona o etanol de grado técnico (puro). El insecticida de grado técnico puede ser sólido o líquido y hay que tener en cuenta que este debe ser de buena calidad y no caducados. Es importante etiquetar la botella de solución stock con el nombre del insecticida, su concentración y la fecha de preparación. La solución stock preparada puede ser almacenada en el refrigerador (4°C) en botellas a prueba de luz (botellas de color ámbar o envueltas en papel de aluminio si son transparentes) hasta el momento de ser usadas. En el CDC, se han usado soluciones stock de numerosos insecticidas mantenidas refrigeradas durante 2 a 3 años sin que se haya observado  degradación de la actividad. Es recomendable que las soluciones stock se saquen del refrigerador por lo menos una hora antes de realizar el ensayo biológico para que alcancen la temperatura ambiente antes de ser usados. La solución stock debe ser agitada suavemente antes de usarse para homogeneizarla.

Manipulación de los mosquitos

Los mosquitos hembra que serán usados en el ensayo biológico pueden ser capturados en campo como adultos (siendo de edad y estado fisiológico variado) o pueden ser adultos de edad conocida obtenidos en laboratorio a partir de larvas de campo. No se recomienda el uso de mosquitos obtenidos de huevos obtenidos en el insectario para este ensayo. Si se usan hembras adultas de campo, se debe registrar en la hoja de resultados su estado fisiológico (Ej., no alimentada, alimentada con sangre, fecundada).

Los mosquitos hembra deben ser alimentados sólo con solución azucarada (10%) el día antes de la prueba. Se recomienda un mínimo de 100 mosquitos, divididos en cuatro botellas prueba para realizar la prueba de un insecticida a una concentración dada. Cuando no sea posible disponer de tal número de, mosquitos en una misma ocasión, se pueden combinar los resultados de múltiples ensayos biológicos de días diferentes para lograr el tamaño de muestra recomendada de 100 mosquitos. En cualquier caso, cada ensayo biológico debe incluir una botella control (sin insecticida) con 10–25 mosquitos.

Ensayo

Usando un aspirador, introduzca entre 10 y 25 mosquitos en la botella control. No es necesario contar los mosquitos ya que el número exacto no tiene importancia, haga lo mismo con las  botellas prueba. Es necesario examinar las botellas en el tiempo 0 y contar el número de mosquitos muertos y/o vivos. A partir de aquí registre los mosquitos muertos (caídos) cada 15 min hasta que la totalidad de mosquitos haya muerto, o hasta que se cumplan 2 horas desde el inicio; no es necesario continuar con el ensayo luego de 2 horas. Sin embargo la mortalidad en el tiempo diagnóstico es la crítica ya que representa el límite entre la susceptibilidad y resistencia (Tabla 3). En caso de que se hubiese obtenido mortalidad en el control entre el 3 y el 10% a las 2h de exposición la mortalidad en las botellas tratamiento deberá corregirse por Abbott (¹). Si la mortalidad en el control supera el 10% a las 2h el ensayo deberá ser descartado.

En una misma botella se puede evaluar más de un grupo de mosquitos en un mismo día. Sin embargo, el principal factor limitante para usar repetidamente las botellas recubiertas es la humedad que podría acumularse dentro de ellas con las sucesivas introducciones de mosquitos, especialmente si se trabaja en condiciones húmedas. Si las botellas van a ser usadas nuevamente el mismo día, es recomendable dejar transcurrir un tiempo entre cada ensayo (2–4 horas, o más tiempo si las condiciones son muy húmedas), para permitir que las botellas se sequen (destapadas) antes de introducir más mosquitos. Si las botellas serán usadas nuevamente al día siguiente, se pueden dejar secar las botellas destapadas durante la noche evitando el contacto con luz directa.  Si las botellas no se van a usar inmediatamente después de ser recubiertas con el insecticida, es posible guardarlas para su uso posterior. Cuando las botellas estén secas, deben guardarse destapadas en un lugar oscuro (como una gaveta). El tiempo que las botellas pueden guardarse depende del insecticida usado, y puede variar de 12 horas a 5 días.. Para saber si una botella que fue almacenada es todavía adecuada para hacer pruebas, se puede hacer una evaluación de la misma con mosquitos susceptibles. Si los mosquitos mueren en el límite de tiempo esperado (dentro del tiempo diagnóstico), la botella puede ser usada. Las botellas pueden ser recubiertas con insecticida en un solo laboratorio central y ser enviadas para su uso en el campo.

Interpretación de resultados

La mortalidad registrada a la dosis diagnóstico (DD) en el tiempo diagnóstico (TD) para un insecticida en particular será el parámetro más importante para esta prueba. Los resultados se registrarán en porcentaje. Para la interpretación de los resultados referirse al punto 1.1.2. de acuerdo con la OMS (³⁹).

Investigación adicional, detección de mecanismos de resistencia

Ensayos bioquímicos

La resistencia metabólica es un proceso más dinámico, que implica la regulación del sistema de desintoxicación de mosquitos con el fin de contrarrestar la agresión química causada por insecticidas. La resistencia metabólica consiste en niveles elevados o el incremento de la actividad de las enzimas sobre el insecticida, resultando en una proporción suficiente de moléculas de insecticidas que está siendo metabolizada antes de alcanzar su objetivo el sistema nervioso de los mosquitos (¹¹). Tal mecanismo originalmente derivado de la co-evolución planta-insecto se ha asociado a la resistencia a diversas toxinas de plantas y todo tipo de productos químicos, incluyendo insecticidas(^19,22,27,46). Enzimas de desintoxicación generalmente ligadas a la resistencia a insecticidas se compone de 3 grandes familias de genes, las monooxigenasas dependientes de citocromo P₄₅₀ (CYP) o P_450s, las carboxil esterasas/colina (CCE) y los glutatión-s-transferasas (GSTs), pero otras familias de enzimas también pueden estar involucrados como UDP glucosyl – transferasas (UGT) (^{25 27}). La desintoxicación al insecticida puede ser la consecuencia de la sobre -producción o la modificación estructural de una sola enzima, pero diferentes enzimas de las mismas o diferentes familias también puede actuar juntas de forma simultánea o secuencialmente para conferir resistencia.

     Varios protocolos para la determinación de enzimas involucradas en la resistencia a insecticidas han sido publicados (^{10, 6, 17, 50}). O también referirse al manual de métodos para investigación con Anopheles, disponible en

http://www.mr4.org/Publications/MethodsinAnophelesResearch.aspx.

Pruebas moleculares

     El segundo mecanismo de resistencia más común encontrado en los insectos es resistencia en el sitio blanco. Los insecticidas generalmente actúan en un sitio específico dentro del insecto, típicamente dentro del sistema nervioso. El sitio de acción puede ser modificado en las cepas resistentes de los insectos de tal manera que el insecticida ya no se une de manera efectiva.

Las aplicaciones de adulticidas son comúnmente hechas a través de aplicaciones espaciales de tipo ULV (ultra bajo volumen), neblina térmica o aplicaciones aéreas durante epidemias y los piretroides representan el grupo de insecticidas preferido para este tipo de aplicaciones. Estos insecticidas alteran la función de los canales de sodio dependientes de voltaje en la membrana de los axones de neuronas(²⁹). La resistencia a piretroides es conferida por dos mecanismos, insensibilidad en el sitio blanco y/o incremento en desintoxicación metabólica. La resistencia por insensibilidad en el sitio blanco involucra cambios estructurales en los canales de sodio dependientes de voltaje en las neuronas ocasionando un anclaje reducido del piretroide. Dependiendo de la dosis del insecticida el insecto no exhibirá el efecto de derribe (knockdown) que es usualmente referido a la resistencia de tipo kdr.

La resistencia kdr (knockdown resistance) se debe a la presencia de mutaciones puntuales  en el  gen que codifica para el canal de sodio (VGSC, por sus siglas en ingles),  donde el aminoácido resultante ocasiona una reducción en la unión al insecticida sin pérdida de la función primaria del sitio blanco. Se han identificado algunas de estas mutaciones en Ae. aegypti: G923V, L982T, I1011M, I1011V, V1016I, V1016G, D1794Y, F1534C, S989P(^{4,44,15,51,47}).

Las pruebas moleculares para detección de resistencia en el sitio blanco de acción de los insecticidas se puede llevar a cabo post-ensayo. Para ello, los mosquitos deberán ser almacenados adecuadamente colocados individualmente en tubos de plástico tipo Eppendorf® conteniendo etanol absoluto o soluciones específicas, por ejemplo RNA-Later® a -20°C o en seco a -80°C. Además deberá identificarse cada tubo con las características del material almacenado, es decir, si proviene de bioensayos, con que insecticida, a que dosis, el tiempo de exposición al insecticida y si resultó vivo o muerto.

Al igual que para las pruebas bioquímicas deberá referirse a los protocolos reportados según la mutación kdr específica o mecanismo bajo sospecha.

Discusiones

     Actualmente la vigilancia de la resistencia en mosquitos vectores de enfermedades depende de los resultados obtenidos a través de bioensayos, ya sea, utilizando concentraciones y tiempos de exposición fijos. La exposición de los mosquitos se hace ya sea sobre papeles impregnados (³⁹) o botellas de vidrio estándares cubiertas internamente con insecticida (¹⁴), sin embargo en estudios donde se contrastan ambas técnicas se evidencian algunos aspectos que nos conducen a concluir que ambas técnicas no son intercambiables.

     Aizoun et al. (²) en un estudio en donde contrastan las técnicas de la OMS y del CDC para establecer la susceptibilidad a la deltametrina en Anopheles gambiae en Africa encontraron discrepancia entre ambos técnicas. Ellos encontraron una disminución en la mortalidad con la técnica del CDC en comparación con la de la OMS; siendo entonces que los mosquitos resultaron susceptibles con la técnica de OMS y para la técnica del CDC el porcentaje de mortalidad resultó en el rango confirmatorio para resistencia. Los autores discuten que, el tiempo en el que los mosquitos son expuestos al insecticida (tiempo diagnóstico) son bastante cortos en el caso de la técnica del CDC por lo que ésta característica puede ocasionar que se sobre-estime la resistencia. Ellos se apoyan en evidencia previamente reportada por  Fonseca et al. (²³) quienes concluyeron que poblaciones de Anopheles nuneztovari de Colombia  resultaron susceptibles al fenitrotion usando los papeles impregnados de la OMS y resultaron resistentes en pruebas con botella, obteniendo un 20% de supervivencia en ésta última; aduciendo la diferencia a los tiempos de exposición (2 h en papeles impregnados y 30 min en botellas).

     Estudios previos también han demostrado la robustez de la técnica del CDC con respecto a la de la OMS, sobre todo en países latinoamericanos en donde la disponibilidad de los insumos y la capacidad del personal técnico es clave en un esquema de monitoreo de la resistencia a nivel local. Sin embargo concluyen que las redes nacionales de coordinación para el manejo de insecticidas deberán retener los ensayos de la OMS como una herramienta de control de calidad para garantizar la confiabilidad de los ensayos en botella (⁵²).

Ambas técnicas (OMS y CDC) nos proporcionan información limitada con respecto a la resistencia, mecanismos e incluso intensidad de la misma. Métodos bioquímicos y ensayos moleculares están disponibles y detectan mecanismos específicos de resistencia; sin embargo, estos deben realizarse como complemento y  no un sustituto los bioensayos. Además,  deberán realizarse por laboratorios y personal calificado ya que requiere equipamiento y capacidad especializada, con el que las universidades y centros de investigación cuentan. Devine y Ogusuku (²⁰) establecen que los métodos de bioensayos deberán evolucionar y adaptarse, siendo ésta última la clave para el monitoreo de la resistencia.

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